ACTIVIDAD DE LA ENZIMA DESHIDROGENASA EN UN SUELO CALCIORTHIDS ENMENDADO CON RESIDUOS ORGÁNICOS¹

Yudith Acosta* y Jorge Paolini**

1 Parte de la tesis de postgrado de la primera autora, financiada por el Fondo Nacional de Ciencia, Tecnología e Innovación (Fonacit).

*Profesora Titular de La Universidad del Zulia (LUZ). Núcleo Punto Fijo. Laboratorio de Investigaciones y Servicios Ambientales. Prolongación Av. Táchira. Al lado del Hospital Calles Sierra. Punto Fijo. Estado Falcón. Venezuela. E-mail: yacosta@luz.edu.ve

** Investigador Asociado Titular del Instituto Venezolano de Investigaciones Científicas (IVIC). Laboratorio de Ecología de suelos II. Apartado 21827, Caracas 1010-A. Carretera Panamericana. Km 11. Altos de Pipe. Estado Miranda. Venezuela. E-mail: jpaolini@ivic.ve

RESUMEN

Se evaluó la dinámica de la actividad de la enzima deshidrogenasa (ADH) en un suelo Calciorthids de la Península de Paraguaná (estado Falcón) enmendado con tres residuos orgánicos: lodo residual proveniente del tratamiento de aguas servidas, estiércol de chivo, y residuo del procesamiento industrial de la sábila, Aloe vera, a dosis de 1 y 2%. Suelo y tratamientos fueron incubados aeróbicamente, en condiciones de laboratorio, durante 64 días. La cuantificación de la ADH es uno de los métodos más usados para determinar la actividad de los microorganismos en el suelo, y se basa en la determinación colorimétrica del producto liberado 2,3,5-trifenilformazan (TFF) que se origina después de incubar la muestra con  cloruro de 2,3,5-trifeniltetrazolio (CTT) a 37 ºC por 24 horas. La incorporación de materiales orgánicos al suelo incrementó significativamente (P=0,05) la actividad de esta enzima con respecto al control. Este incremento se mantuvo hasta el final del período de incubación, alcanzando valores de 474 mg TFF g^-1 suelo 24 h^-1 sobre base seca para el tratamiento con el residuo vegetal a dosis de 1% y 466 mg TFF g^-1 suelo 24 h^-1 para el tratamiento con estiércol de chivo al 2%. Para los tratamientos orgánicos el incremento inicial en la actividad de la enzima fue mayor con la dosis más alta, observándose una clara tendencia a disminuir con el transcurso del tiempo.

Palabras Clave: Actividad enzimática, deshidrogenasa, residuos orgánicos, suelo calciorthids.

SUMMARY

In order of to evaluate the dynamic of the dehydrogenase activity in an Calciorthids soil of the Peninsula of Paraguana (Falcon State), amended with three organic wastes (sewage sludge, goat manure, and residue of the Aloe vera production in dose of 1 and 2%. Control and treatments were incubated aerobically, under controlled conditions of laboratory, during 64 days. The dehydrogenase activity has been proposed as an indicator of the biological activity of the soil and it is one of the commonly used methods to determine the activity of the microorganisms. The incorporation of the different organic materials to the soil increased the activity of this enzyme significantly (P=0,05) with regard to the control. This increment stayed until the end of the period of incubation, reaching values of 474 µg TPF g^-1 soil on dry weight by 24 h^-1 for treatment with  residues of the Aloe vera production to 1% and 466 µg TPF g^-1 soil on dry weight by 24 h^-1 for the treatment with goat manure to 2%; indicating an increase in the biological activity in this type of soil . In all the organic treatments applied, the increment on the activity was highest in the 2% dose and diminished  with the time course.

Key Words: Enzimatic activity, dehydrogenase, organic wastes, calciorthids soil.

INTRODUCCIÓN

La actividad bioquímica total del suelo está constituida por una serie de reacciones catalizadas por enzimas (Skujins, 1967). Las enzimas son proteínas solubles, de naturaleza orgánica y estado coloidal, elaboradas por las células vivas, que actúan independientemente de éstas, tienen poder catalítico específico y se destruyen por el calor húmedo a 100 ºC .

De las enzimas determinadas en suelos, son las oxidorreductasas las más estudiadas dentro de las cuales se encuentran la deshidrogenasa, catalasa, peroxidasa, fenoloxidasa y glucoxidasa si bien también lo han sido otros grupos como las hidrolasas, liasas y transferasas. Las enzimas del suelo pueden dividirse, además, en dos grupos: extracelulares (exoenzimas o abiónticas) e intracelulares (endoenzimas).

En general, se ha demostrado ampliamente que las enmiendas orgánicas incrementan la actividad de las enzimas en el suelo (Fraser et al., 1988; Martens et al., 1992; Perucci, 1992); al menos que estas contengan ciertos contaminantes  como metales pesados o compuestos orgánicos tóxicos en concentraciones inhibitorias (Frankenberger et al., 1983; Bonmati et al., 1985). Estos compuestos contaminantes afectan negativamente la composición y la actividad de la microflora del suelo (Bääth, 1989; Brookes, 1995). Ceccanti y García (1994) han indicado que la importancia del conocimiento de las actividades enzimáticas en los suelos deriva fundamentalmente del papel que juegan éstas en los procesos de degradación y evolución de la materia orgánica (MO). A esto se agrega el hecho de que procesos como la mineralización y humificación de la MO se rigen en gran medida por reacciones de oxidación, reducción e hidrólisis; de ahí la importancia del conocimiento de las oxidorreductasas (Pascual, 1995).

La determinación de la actividad de la deshidrogenasa (ADH) es un reflejo de las actividades oxidativas de la microflora del suelo (Ladd, 1978; Skujins, 1978). Esta enzima intracelular está asociada a los microorganismos proliferantes, y no es estabilizada por los coloides inorgánicos (arcillas) y orgánicos (sustancias húmicas) del suelo (Rossel et al., 1997). Esta enzima es la encargada de la oxidación biológica de los compuestos orgánicos mediante el proceso de deshidrogenación; el cual procede según la siguiente reacción general: XH₂ + A → X + AH₂; donde XH₂ es un compuesto orgánico dador de hidrógenos y A es el correspondiente aceptor de los mismos (Trevors, 1984).

La ADH ha sido propuesta como un indicador de la actividad biológica de un suelo (Skujins, 1976) y es uno de los métodos comúnmente usados para determinar la actividad de los microorganismos (Trevors, 1984; Casida et al., 1964). La alta correlación encontrada entre la ADH con otros parámetros involucrados con la actividad biológica del suelo tales como: el C de la biomasa, la relación  C-biomasa/COT y la respiración basal (Reddy y Faza, 1989) hacen aún confiable su determinación como índice de actividad microbiana.

El objetivo principal de este estudio consiste en determinar la dinámica de la ADH , tanto en el suelo solo como en los tratamientos derivados de la adición a éste de tres residuos orgánicos de naturaleza diferente, mediante un experimento de incubación llevado en condiciones de laboratorio.

MATERIALES Y MÉTODOS

Se utilizó el Horizonte A de un Calciorthids (USDA. 1992, Soil Taxonomy) ubicado en el Sector “El Taparo”, al noreste de la ciudad de Punto Fijo, Península de Paraguaná (estado Falcón) a 11º 47´ latitud norte - 70º 08´ longitud oeste. La altitud de la zona es menor de 50 m .s.n.m. La precipitación anual varia entre 300 y 600 mm (promedio por 8 años: 315 mm ) y la temperatura media anual de 27 ºC (máximo: 28,1 ºC y mínimo: 25,5 ºC ).

La provincia de humedad correspondiente es semiárida. El relieve es predominantemente plano y el basamento geológico esta constituido por calizas y rocas arcillosas calcáreas. La vegetación es de un tipo fisonómico siempre-verde espinoso, cuya cubierta vegetal está constituida casi enteramente por Prosopis juliflora y Bastaria viscosa (COPLANARH, 1975).

El suelo fue muestreado en un área de 3.200 m² aproximadamente, dividida en ocho unidades iguales de 400 m² aproximadamente, a una profundidad de 15 cm . De cada unidad se obtuvo una submuestra formada por 5 muestras individuales de igual volumen. Las 8 submuestras, tomadas por cada unidad, se combinaron en una muestra compuesta uniforme. La muestra compuesta obtenida fue secada al aire y pasada a través de un tamiz de 2 mm . Este suelo resultó ser franco-arenoso, con porcentajes de 57, 18 y 25 para arena, limo y arcilla, respectivamente (FONAIAP, 1990).

Se emplearon tres tipos de residuos orgánicos procedentes del estado Falcón: estiércol de chivo recolectado en los criaderos de la Península de Paraguaná, residuo del procesamiento de la sábila, Aloe vera Linné, recolectado en una planta procesadora industrial de sábila (PIZCA) en la ciudad de Coro; lodo residual proveniente del tratamiento de aguas servidas, recolectado en los lechos de secado de la Planta de Tratamiento de Aguas Servidas del Centro de Refinación Paraguaná de PDVSA en Cardón.

Los tres residuos orgánicos mencionados fueron incorporados al suelo hasta elevar su contenido de carbono orgánico total en 1% y 2%. Previa caracterización del suelo y los residuos orgánicos (Cuadro 1), se tomaron 50 g de suelo y fueron colocados en frascos de vidrio de 120 mL de capacidad, adicionando al mismo por separado, cada uno de los residuos orgánicos a las dosis mencionadas para obtener 6 tratamientos. A estos tratamientos se sumó el control (suelo sin aplicación de residuo), considerando 3 repeticiones para cada uno, obteniendo un total de 21 muestras por cada tiempo de muestreo. Estas muestras se humedecieron con agua destilada hasta una humedad correspondiente a un 60% de la capacidad de retención hídrica, considerando que los niveles óptimos son del 50 al 70%.

CUADRO 1. Caracterización química del suelo y los residuos orgánicos usados en el estudio (*) (Acosta et al., 2003).

*Valores promedios (n=3). CE: Conductividad Eléctrica; COT: Carbono Orgánico Total

Por debajo del nivel inferior la actividad microbiana decae considerablemente (los microorganismos necesitan agua para su metabolismo; esta constituye también un medio de transporte de los nutrientes solubles y de los productos de reacción) y por encima del nivel superior aparecen problemas de anaerobiosis por el desplazamiento del aire por el agua (Costa et al., 1991).

El suelo control y los tratamientos fueron incubados por 64 días, empleando el sistema de aireación continua (incubación aeróbica) propuesto por Stotzky (1965), el cual permite remover cada muestra independientemente en los diferentes tiempos de evaluación, durante todo el período de incubación, sin que el suelo en las demás muestras sea perturbado. En el sistema se incluyeron réplicas de las diferentes muestras correspondientes a los nueve tiempos diferentes (0, 7, 14,21, 28, 35, 43, 57 y 64 d) en los cuales se procedió con la determinación de la actividad de la enzima deshidrogenasa; procesando para tal fin un total de ciento sesenta y ocho (168) muestras.

La ADH del suelo se basa en la determinación colorimétrica del producto liberado 2,3,5-trifenilformazan (TFF) a 485 nm tras la incubación a 37 ºC por 24 h de muestras de suelo con cloruro de 2,3,5-trifeniltetrazolio (CTT, Casida et al., 1964), usando como referencia metanol. La curva de calibración se preparó en función de las siguientes concentraciones: 4, 12, 20 y 40 μg de TFF mL^-1. La absorbancia del blanco se restó de las absorbancias de cada una de las muestras, y a partir de la curva de calibración se calcularon las concentraciones de las mismas en μg TFF mL^-1. La actividad deshidrogenásica (ADH), expresada en μg TFF g^-1 PS 24 h^-1, se calculó mediante la fórmula:

donde:

M: concentración de la muestra (μg TFF mL^-1)

B: concentración del blanco (μg TFF mL^-1)

VF: volumen final en el matraz aforado (25 mL)

PS: peso seco de la muestra (g)

El análisis estadístico de los resultados obtenidos en la caracterización química se efectuó empleando estadística básica y para la ADH se usó el método de Análisis de Varianza (ANOVA) de una sola vía, aplicando la prueba de rangos críticos de Newman-Keuls. La comparación de medias a posteriori mediante la prueba de mínima diferencia significativa (MDS) a un nivel de probabilidad del 5%. Se empleó el paquete estadístico STATISTICA. Versión 6.0 (Stat Soft, 2001).

RESULTADOS Y DISCUSIÓN

En el Cuadro 2 se presentan los valores obtenidos para la ADH durante los 64 d del experimento de incubación, en el suelo (S) y en los tratamientos  con lodo residual (L), estiércol de chivo (CH) y residuo de sábila (Z) a dosis de 1 y 2%.

Para los distintos tratamientos del suelo la ADH se manifestó en el siguiente orden: estiércol de chivo > residuo de sábila > lodo residual; demostrando que este último MO genera una menor actividad microbiana; mientras que los residuos de sábila y el estiércol de chivo mostraron una mayor ADH como consecuencia de poseer un mayor contenido de MO fácilmente biodegradable.

Cuadro 2. Actividad deshidrogenasa (μg TFF g^-1 24 h^-1) del suelo y los tratamientos durante los 64 días del ensayo de incubación.

MDS: Mínima Diferencia Significativa.

Al momento de la incorporación de los residuos (día 0) para todos los tratamientos se presentó el mayor valor de la ADH , ya que es en este momento cuando se crean las condiciones óptimas de humedad y temperatura; lo que sumado a la adición de sustratos fácilmente biodegradables estimula la población microbiana natural y por consiguiente la síntesis de la enzima en mayor cantidad durante los primeros días de la incubación (Pascual, 1995, Sopper y Seaker, 1987). Por otro lado, es de esperar que se incorporen junto con los residuos otros microorganismos (zimógenos), los cuales también pueden contribuir a un aumento en los niveles de la enzima (Contreras, 2001).

En general los resultados indican que la incorporación de los residuos al suelo incrementa la actividad de esta enzima, sugiriendo a su vez un aumento de su actividad biológica; lo que hace suponer que el tipo de MO incorporada es biológicamente más activa que la del suelo, o bien los compuestos incorporados con ella son capaces de activar la biomasa microbiana autóctona del mismo (Trevors, 1984).

En todos los tratamientos, el suelo enmendado con la dosis mayor (2%) desde el primer día, al inicio de la incubación, presentó mayor ADH que la dosis menor (1%) y esta a su vez fue mayor que para el suelo solo. El incremento de la actividad registrada al final del experimento (día 64), en relación al control, fue significativo en todos los tratamientos, excepto en el caso del lodo residual a dosis de 1%. Esto, podría significar que los residuos orgánicos aplicados al suelo no contienen compuestos tóxicos que, al aumentar la dosis, pudieran afectar la actividad biológica a tal punto de inhibir la ADH (Perucci, 1992; Reddy y Faza, 1989). La actividad de la enzima en el suelo control disminuyó inmediatamente en los primeros 7 d y luego se mantuvo muy baja, aunque con variaciones intermedias, hasta registrarse un ligero, aunque significativo, aumento al final del experimento.

En todos los tratamientos, para ambas dosis, existe una clara tendencia a la disminución de la ADH en el transcurso del tiempo, lo cual es lógico si se toma en cuenta que el aporte de nutrientes y carbono fácilmente mineralizables tiende también a agotarse con el tiempo, por lo que a su vez la población microbiana va decreciendo hasta que finalmente muere. Se ha determinado que la adición de abonos orgánicos aumenta la ADH durante cierto tiempo (hasta meses), y luego disminuye. Se ha encontrado que esto ocurre también con otros tipos de enzimas (Albiach et al., 2001; Giusquiani et al., 1994; Goyal et al., 1993; Martens et al., 1992).

En lo que respecta a los desechos de origen urbano, algunos han tenido un efecto positivo sobre la actividad de esta enzima (Wittling et al., 1995; Giusquianni et al., 1994); y otros, como en el caso de algunos lodos residuales municipales e industriales, han tenido un efecto negativo, y éste ha sido atribuido principalmente a altas concentraciones de metales pesados (Reddy et al., 1987; Doelman y Haanstra, 1979). En el caso del tratamiento con lodo residual empleado en el estudio, no se verificó ningún efecto negativo sobre la actividad de esta enzima, y aunque ésta fue menor que para los tratamientos con los otros residuos orgánicos empleados, resultó siempre mayor en relación al suelo control; incluso, hasta el final de la incubación.

Kelly et al. (1999) indicaron una disminución significativa en la actividad deshidrogenasa en un suelo enmendado con lodo residual (315 – 86 μg TFF g^-1 24 h^-1); este resultado fue similar para el lodo de estudio aplicado al suelo a la dosis de 1% (337 – 88 μg TFF g^-1 24 h^-1).

Kelly y Tate (1998) han expresado que una concentración elevada de metales pesados puede producir una disminución de la ADH , mientras que Moreno et al. (2001) determinaron una inhibición de la ADH en diferentes suelos contaminados con Cd, de dos áreas diferentes de Italia, e indicaron que la actividad de la enzima disminuyó al incrementarse la concentración de este metal.

La disminución en el tiempo de la actividad de esta enzima, para todos los tratamientos con residuos orgánicos, fue significativo tomando en cuenta los valores registrados en el primer día de la incubación (día 0) con respecto al día final de la misma (día 64); aunque se presentaron constantes variaciones en la actividad durante el experimento. El intervalo de valores obtenido en el día 64 del experimento de incubación para esta enzima varió significativamente, para los distintos tratamientos en relación al suelo control,  para el cual se registró un valor de 69 μg TFF g^-1 24 h^-1; obteniéndose un valor máximo para el residuo de sábila, a la dosis menor, de 474 μg TFF g^-1 24 h^-1.

La aplicación al suelo de diferentes residuos orgánicos puede provocar diferentes efectos en la mineralización del nitrógeno, atendiendo a su relación C/N (Hirose, 1973). Relaciones C/N menores de 20 hacen posible una aceleración de los procesos de mineralización de nitrógeno desde el primer día, promoviendo la presencia de NO₃^-; que inhibe la ADH ya que este puede actuar como aceptor de electrones (Casida et al., 1964). Adicionalmente, es probable que se produzcan fenómenos de inmovilización de N en forma orgánica durante un tiempo y posteriormente comiencen los procesos de mineralización. La población microbiana tomaría todo el N mineralizado necesario para su actividad. El N incorporado a las células microbianas (inmovilizado en su biomasa) no podría estar disponible hasta la muerte de los microorganismos. Los cambios potenciales en las poblaciones microbianas y la disponibilidad de componentes fácilmente mineralizables en el sustrato,  puede explicar las constantes variaciones en la actividad de la enzima durante el periodo de incubación. Esta actividad tiende a estabilizarse en el tiempo.

Para el tratamiento con estiércol de chivo al tiempo de 0 días se obtuvo una actividad de 1474 y 3358 μg TFF g^-1 24 h^-1, para las dosis de 1 y 2%, respectivamente. Estos valores son marcadamente diferentes al valor obtenido para el suelo control, y son entre 11 y 24 veces mayores a los valores más altos encontrados por Herrero et al. (1998) para tratamientos con diferentes estiércoles y sus composts. Estos autores estudiaron los efectos de la aplicación de 14 productos orgánicos sobre un suelo franco-arenoso a dosis de 25 y 50 t ha^–1, durante 4 meses en un ensayo realizado a nivel de invernadero (25 ^oC, 70% de humedad del aire).

Los valores obtenidos al final de su experimento para la ADH , variaron para los diferentes residuos entre 69 μg TFF g^-1 24 h^-1 para el suelo no tratado y 139 μg TFF g^-1 24 h^-1 para un estiércol compostado a la dosis mayor. La alta actividad metabólica en los tratamientos se debe probablemente al alto contenido de materia orgánica aplicada al suelo usado en su experimento; y aunque determinaron que la actividad de la deshidrogenasa se incrementaba después de los tratamientos orgánicos, no encontraron un efecto aparente de la dosis de aplicación.

Los resultados obtenidos en este estudio fueron más altos que los indicados por Giusquiani et al. (1994) y diez veces mayores a los encontrados por Martens et al. (1992) después de la adición de lodo residual, estiércol y residuos verdes. Estas diferencias entre los resultados obtenidos en distintos experimentos, demuestran que la actividad de la enzima está influenciada, no solamente por la calidad del MO aplicado, sino también por las dosis de aplicación, las condiciones y el tiempo de incubación.

En este caso, una mayor dosis de aplicación promovió a una mayor actividad de la enzima, lo cual puede significar que un suministro abundante de residuos orgánicos permite una mejor eficiencia en el uso de los nutrientes, especialmente de nitrógeno, lo cual ha sido evidenciado por Campbell y Zentner (1993), al detectar pérdidas menores de N-NO₃, en sitios donde se incorporaron residuos orgánicos.

En suelos de Venezuela se conocen pocos estudios realizados con respecto a la enzima deshidrogenasa. Sin embargo, la ADH ha sido determinada en suelos en regiones distintas del país, mostrando resultados muy diferentes. Así, Hernández et al. (2003) evaluaron el efecto de tres sistemas de labranza: convencional, reducida y siembra directa en un inceptisol de Turén (estado Portuguesa) durante un ciclo de maíz, Zea mays L., y esta varió entre 13 y 137 μg TFF g^-1 24 h^-1. Las variaciones estuvieron relacionadas con las prácticas de manejo del cultivo y las variaciones estacionales de la precipitación. El tratamiento siembra directa mostró los mayores valores probablemente asociados con un mayor suministro de sustratos orgánicos disponibles para los microorganismos del suelo, derivados de los residuos de cosecha dejados en la superficie del suelo.

Ruiz y Paolini (2001) determinaron la ADH en suelos aluviales y lacustrinos localizados en la Cuenca del Lago de Valencia. Los valores de la actividad de esta enzima  variaron entre 18 y 746  μg TFF g^-1 24 h^-1. Los valores más altos de actividad fueron observados en los suelos bajo vegetación natural y los menores en los suelos cultivados regados con aguas residuales industriales y domesticas. Estos autores sugieren que metales trazas y/o otros contaminantes pudieron afectar de forma negativa la ADH.

Paolini (2004) en un estudio realizado en una toposecuencia de la región de Calabozo (estado Guárico) perteneciente a los Altos llanos Centrales indica valores comprendidos entre 47 y 618 μg TFF g^-1 24 h^-1, correspondiendo al suelo de vegetación de bosque en la Mesa disectada de Calabozo la más alta actividad y al suelo de bajío o sabana estacional inundable la más baja.

Contreras (2001) señaló, para un suelo andino venezolano natural cercano a una escombrera de mina, al final de un período de incubación de 42 d, un valor promedio en la actividad de esta enzima de 15 μg TFF g^-1 24 h^-1. Este valor es aproximadamente cuatro veces menor al encontrado, para el suelo control, en el presente estudio al tiempo 0. Este autor indicó también, para otro suelo agrícola de la misma región andina, enmendado con estiércoles (gallina y chivo) y vermicompost, valores para la ADH que luego de 21 d se estabilizaron entre 80 y 100 μg TFF g^-1 24 h^-1, observándose el valor más alto para el estiércol de chivo.

En el estudio se registraron valores entre 88 y 474 μg TFF g^-1 24 h^-1 para el suelo enmendado con los residuos orgánicos; resultando los valores más elevados para el tratamiento con estiércol de chivo 2% y el residuo de sábila 1%, entre los cuales no hubo diferencias estadísticamente significativas. Ambos tratamientos fueron significativamente diferentes al del suelo enmendado con lodo residual.

Goyal et al. (1999) también determinaron un incremento significativo en la ADH en un suelo de la India tratado durante once años con una combinación de fertilizantes inorgánicos y enmiendas orgánicas (paja, estiércol y abono verde). La ADH fue significativamente mayor en los suelos enmendados con paja, y en los otros tratamientos la actividad de esta enzima fue similar.

CONCLUSIONES

- La ADH en el suelo enmendado con los diferentes residuos orgánicos, tanto al momento de la incorporación como al final del experimento a los 64 d de incubación, resultó mayor con respecto al suelo control. Este efecto se mantuvo durante todo el periodo de incubación, y fue más notable en los tratamientos con la dosis de aplicación mayor (2%).

-Para los tratamientos del suelo con el estiércol de chivo y el residuo de sábila durante todo el experimento se obtuvieron valores mayores de la ADH , en relación a los obtenidos para el lodo residual. Esto indica por una parte, que estos materiales resultan adecuados a efectos de estimular la actividad biológica del suelo, y por otra, que la naturaleza del residuo influye en la magnitud de la actividad.

-Al compararse los valores obtenidos al final del tiempo de incubación con respecto al momento inicial de la incorporación de los residuos, el suelo enmendado con los materiales orgánicos mostró un menor nivel en la actividad de la enzima, demostrando que este efecto puede ser transitorio. Esto permite inferir que la práctica de incorporar residuos orgánicos a este tipo de suelo, requiere de regularidad.

AGRADECIMIENTO

Los autores agradecen el apoyo técnico a Henry Ramos, personal del Laboratorio de Suelos II, Centro de Ecología del Instituto Venezolano de Investigaciones Científicas (IVIC); así como también al Fondo Nacional de Ciencia Tecnología e Innovación (FONACIT) por el apoyo financiero brindado a este estudio a través de una beca de postgrado a Y. A.

BIBLIOGRAFÍA

1. ACOSTA, Y., J. PAOLINI, S. FLORES, Z. BENZO, M. EL ZAUAHRE, L. TOYO y A. SENIOR. 2003. Evaluación de metales pesados en tres residuos orgánicos de diferente naturaleza. Multiciencias. 3(1):51-60.         [ Links ]

2. ALBIACH, R., R. CANET, F. POMARES and F. INGELMO. 2001. Microbial biomass content and enzymatic activities after the application of organic amendments to a horticultural soil. Biores. Tecnol. 75:43-48.         [ Links ]

3. ANDERSON, J. and J. INGRAM. 1993. Tropical Soil Biology and Fertility: A Handbook of Methods. Second Edition. CAB International. Wallingford, UK. 62 p.         [ Links ]

4. BÄÄTH, E. 1989. Effects of heavy metals in soil on microbial processes and populations (a review). Water, Air, Soil Pollut. 47:335-339.         [ Links ]

5. BONMATI, M., H. PUJOLA, J. SANA, F. SOLIVA, M. FELIPO, M. GARAU and P. BROOKES, P. 1995. The use the microbial parameters in monitoring soil pollution by heavy metals. Biol. Fertil. Soils. 19:269-279.         [ Links ]

6. CAMPBELL, C. and R. ZENTNER. 1993. Soil rganic matter as infuenced by crop rotation and fertilization. Soil Sci. Soc. Am. J. 57:1.034-1.040.         [ Links ]

7. CASIDA, L. Jr., D. KLEIN and T. SANTORO. 1964. Soil dehydrogenase activity. Soil Sci. 98:371-376.         [ Links ]

8. CECCANTI, B. and C. GARCÍA. 1994. Coupled chemical and biochemical methodologies to characterize a composting process and the humic substances. In: Humic Substances in the global environment and its implication on human health. N. Senesi and T. Miano (eds.). Elsevier, New York. pp. 1279-1285.         [ Links ]

9. CONTRERAS, F. 2001. Efecto de la adición de enmiendas orgánicas sobre las actividades enzimáticas (Deshidrogenasa, Ureasa, Fosfomonoesterasa Ácida y Arilsulfatasa) y la mineralización del carbono en suelos del municipio Rivas Dávila (estado Mérida). Tesis Doctoral. Aragua, Ven. Universidad Central de Venezuela. Postgrado en Ciencia del Suelo. Facultad de Agronomía.         [ Links ]

10. COMISIÓN PARA LA PLANIFICACIÓN NACIONAL DE RECURSOS HIDRAÚLICOS (COPLANARH). 1975. Inventario nacional de tierras. Costa Nor-occidental, Centro Occidental y Central (Entidad Natural: Península de Paraguaná). COPLANARH. Ministerio de Obras Públicas (MOP). Caracas. Venezuela. Vol. II. pp.726-759.         [ Links ]

11. COSTA, F., C. GARCÍA, T. HERNÁNDEZ y A. POLO. 1991. Residuos orgánicos urbanos. manejo y utilización. Consejo Superior de Investigaciones Científicas. Centro de Edafología y Biología Aplicada del Segura. Murcia. España. 181 p.         [ Links ]

12. DOELMAN, P. and L. HAANSTRA. 1979. Effect of lead on soil respiration and dehydrogenase activity. Soil Biol. Biochem. 11:475-479.         [ Links ]

13. FONDO NACIONAL DE INVESTIGACIONES AGROPECUARIAS (FONAIAP). 1990. Manual de métodos y procedimientos de referencia. (Análisis de suelo para diagnóstico de fertilidad). Escuela de Agronomía. Ministerio de Agricultura y Cría. FONAIAP. UCLA, Maracay. 206 p. (Serie D. Nº. 26).         [ Links ]

14. FRANKENBERGER, W. Jr., J. JOHANSON and C. NELSON. 1983. Urease actvity in sewage sludge-amended soils. Soil Biol. Biochem. 15:543-549.         [ Links ]

15. FRASER, D., J. DORAN, W. SAHS and G. LESOING. 1988. Soil microbial populations activities under conventional and organic management. J. Environ. Qual. 17:585-590.         [ Links ]

16. GIUSQUIANI, P., G. GICLIOTI and D. BUSINELLI. 1994. Long-term effects of heavy metals from composted municipal waste on some enzymes activities in a cultivated soil. Biol. Fert. Soils. 17:257-262.         [ Links ]

17. GOYAL, S., M. MISHRA, S. DHANKAR, K. KAPOOR and R. BATRA. 1993. Microbial biomass turnover and enzyme activities following the application of farmayard manure to field soils with and without previous long-term applications. Biol. Fert. Soils. 15:60-64.         [ Links ]

18. GOYAL, S., K. CHANDER, M. MUNDRA and K. KAPOOR. 1999. Influence of inorganic fertilizers and organic amendments on soil organic matter and soil microbial properties under tropical conditions. Biol. Fertil. Soils. 29:196-200.         [ Links ]

19. HERNÁNDEZ, W., J. ROJAS-ORDAZ, C. RIVERO, A. CENTENO y J. PAOLINI. 2003. Efecto de tres sistemas de labranza sobre la actividad de la deshidrogenasa de un suelo cultivado con maíz (Zea mays L.). Rev. Fac. Agro. (Maracay) 29:171-181.         [ Links ]

20. HERRERO, O., R. CANET, R. ALBIACH and F. POMARES. 1998. Enzymatical activities and content of mineral nitrogen in soil after the application of two rates of different organic products. Agrochimica. 62(6):296-301.         [ Links ]

21. HIROSE, S. 1973. Mineralization of organic nitrogen of various plant residues in he soil Ander upland conditions. J. Soil Sci. Japan. 44:157-163.         [ Links ]

22. KELLY, J. and R. TATE. 1998. Use of biology for the analysis of microbial communities from zinc contamined soils. J. Environ. Qual. 27:600-608.         [ Links ]

23. KELLY, J., M. HAGGBLOM and R. TATE. 1999. Effects on the land application of sewage sludge on soil heavy metal concentrations and soil microbial communities. Soil Biol. Biochem. 31: 1467-1470.         [ Links ]

24. KEENEY, D. and D. NELSON. 1982. Nitrogen-inorganic forms. In: Methods of Soils Analysis. Part 2. A . Page et al (Eds.). 2 ed. Agronomy 9. American Society of Agronomy, Madison, WI. pp. 643-698.         [ Links ]

25. KUO, S. 1996. Phosphorus. In: Methods of soil analysis. Part. 3. Chemical Methods. Book Series. No.5. Soil Science Society of American Society of Agronomy (SSSA). 677 S. Segoe Rd., Madison, WI 53711, USA. pp. 869-918.         [ Links ]

26. LADD, J. 1978. Origin and range of enzymes in soils. In: Soil Enzymes. R. Burns (Ed.). Academic Press Inc., New York. pp. 51-96.         [ Links ]

27. MARTENS, D., J. JOHANSON and W. FRANKENBERGER Jr. 1992. Production and persistence of soil enzymes with repeated additions of organic residues. Soil Sci. 153:53-61.         [ Links ]

28. MORENO, J., C. GARCÍA, L. LANDI, L. FALCHINI, G. PIETRAMELLARA and P. NANNIPIERI. 2001. The ecological dose value (ED₅₀ ) for5 assessing Cd toxicity on ATP content and dehydrogenase and urease activities of soil. Soil Biol. Biochem. 33:483-489.         [ Links ]

29. PAOLINI, J. 2004. Actividades enzimáticas de suelos de los Altos Llanos Centrales (Estado Guárico). Venesuelos 10 (1/2)aceptado pàra su publicación.         [ Links ]

30. PASCUAL, J. 1995. Efectividad de los residuos orgánicos en la mejora de la calidad de los suelos áridos: Aspectos Biológicos y Bioquímicos. Tesis Doctoral. Universidad de Murcia. España. 428 p.        [ Links ]

31. PERUCCI, P. 1992. Enzyme activity and microbial biomass in a field soil amended with municipal refuse. Biol. Fertil. Soils. 14:54-60.         [ Links ]

32. REDDY, G. and A. FAZA. 1989. Dehydrogenase Activity in sludge amended soil. Soil Biol. Biochem. 21:327-331.         [ Links ]

33. REDDY, G., A. FAZA and R. BENNET Jr. 1987. Activity of enzymes in rhizosphere and non-rhizosphere soils amended with sludge. Soil Biol. Biochem. 19:203-205.         [ Links ]

34. ROSSEL, D., J. TARRADELAS, G. BITTON and J. MOREL. 1997. Use of enzymes in soil ecotoxicology: a case for dehydrogenase and hidrolytic enzymes. In: Soil Ecotoxicology.  J. Tarradelas, G. Bitton and D. Rossel (Eds.). Lewis Publishers. Boca Raton, Florida. pp. 179-206.         [ Links ]

35. RUIZ, M. y J. PAOLINI. 2001. Actividad de la deshidrogenasa en suelos de la cuenca del lago de Valencia (Venezuela). Actas del XV Congreso Latinoamericano de la Ciencia del Suelo. 11 al 16 de noviembre de 2001, Varadero (Cuba).        [ Links ]

36. SKUJINS, J. 1978. History of abiotic soil enzyme research. In: Soil Enzymes. Burns R.G. (Ed.). Academic Press, Inc., London. pp.1-49.         [ Links ]

37. SKUJINS, J. 1976. Extracellular enzymes in soil. Crit. Rev. Microbiol.. 4:383-421.         [ Links ]

38. SKUJINS, J. 1967. Enzymes in soil. pp.371-414. In: Soil Biochemistry. Vol. 1. A .D. McLaren and G.H. Peterson (Eds.).  Marcel Dekker, Inc., New York.         [ Links ]

39. SOPPER, W. and E. SEAKER. 1987. Sludge brings life to microbial community. Biocycle. 28(4):40-47.         [ Links ]

40. STAT SOFT. 2001. STATISTICA. Version 6.0.         [ Links ]

41. STOTZKY, G. 1965. Microbial respiration. In: Methods of Soil Analysis. Part 2. Black, C.; Evans, D.; Ensminger, L.; While, J. and Clark, F. (Eds.). Agronomy, Inc., Madison. W. pp. 1.550-1.572.         [ Links ]

42. TREVORS, J. 1984. Dehydrogenase activity in soil. A comparison between the INT and TTC assay. Soil Biol. Biochem. 16:673-674.         [ Links ]

43. WITTLING, C., S. HOUOT and E. BARRIUSO. 1995. Soil enzymatic response to addition of municipal solid – waste compost. Biol. Fertil. Soils. 20: 226-236.        [ Links ]