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Agronomía Tropical
versión impresa ISSN 0002-192X
Agronomía Trop. v.56 n.4 Maracay dic. 2006
Organogénesis de raíces en geranio1
Sandra Alva T.*, Maira Oropeza C.* y Teresa Edith Vargas C.*
Esta investigación ha sido financiada por el consejo de Desarrollo científico y Humanístico de la Universidad Central de Venezuela, a través del Proyecto individual Nº 03.33.5447.2004.
* Profesores. Universidad Central de Venezuela. Facultad de Ciencias. Instituto de Biología. Centro de Botánica Tropical. Laboratorio de Biotecnología. E-mail: moropeza@ciens.ucv.ve
RESUMEN
La inducción de formación de raíces mediante técnicas de cultivo in vitro se propone como una vía para la obtención de metabolitos secundarios de diferentes plantas en condiciones asépticas, representando una alternativa para las diferentes especies de geranio, apreciadas por sus cualidades medicinales. En Pelargonium peltatum la inducción hacia la formación de raíces fue observada al cultivar secciones de diferentes explantes en el medio con las sales Murashige y Skoog (MS) en 1962 suplementado con tiamina (0,4 mg l-1), mio-inositol (100 mg l-1), sacarosa (30 g l-1), ácido ascórbico (100 mg l-1), cisteína (50 mg l-1), diferentes combinaciones hormonales y solidificado con agar (8 g l-1), e incubadas bajo condiciones de luz. Las combinaciones hormonales empleadas para cada explante fueron: Para segmentos de hoja se empleó Cinetina (K, 5mg l-1) + Ácido Naftaleno Acético (ANA, 1 mg l-1); para segmentos nodales K (8 mg l-1) + ANA (1 mg l-1); para microesquejes Bencilaminopurina (BA 0,5 mg l-1) y BA (2 mg l-1) + Ácido Indol Acético (AIA, 0,2 mg l-1). Bajo estas condiciones en todos los explantes probados se observó la formación de callo a la primera semana de cultivo. A los 3 meses se apreció el desarrollo de raíces en los diferentes explantes, encontrándose el mayor porcentaje de explantes con callo en los obtenidos a partir de secciones de hoja (73%), mientras que el mayor porcentaje de callo con formación de raíces se observó en los obtenidos a partir de microesquejes (100%).
Palabras Clave: Callo; raíces; cultivo in vitro; Pelargonium peltatum.
Root organogenesis in geranium1SUMMARY
The induction of roots by in vitro culture techniques is proposed as a method for the procurement of secondary metabolites from different plants species under aseptic conditions. For geranium, highly appreciated for its medicinal value, this represents an alternative. In Pelargonium peltatum the induction of roots was obtained culturing different explants on MS (1962) medium, supplemented with thiamine (0,4 mg l-1), myo-inositol (100 mg l-1), sucrose (30 g l-1), ascorbic acid (100 mg l-1), cysteine (50 mg l-1), different growth regulators combinations, solidified with agar (8 g l-1) and incubated under white fluorescent lamp. Hormonal combinations used for each explant were: for leaf segments Kinetine (K, 5 mg l-1) + Naphtalenacetic acid (NAA, 1 mg l-1); for nodal segments, K (8 mg l-1) + ANA (1 mg l-1);for microcuttings 6-Benzylaminopurine (BA, 0,5 mg l-1); and BA (2 mg l-1) + Indoleacetic acid (IAA, 0,2 mg l-1). Under these conditions, callus tissue formation was observed for all treatments at the first week of in vitro culture. Three months later, development of hairy roots was observed on explants, finding the major percentage (73%) of explants with calluses for leaf segments cultured on SH medium, while, calluses originated from microcuttings cultured on ME1 medium showed the highest hairy root development (100%).
Key Words: Callus; root; in vitro culture; Pelargonium peltatum.
RECIBIDO: febrero 20, 2006.
INTRODUCCIÓN
Todos los Pelargonium tienen su origen en Africa del sur, Pelargonium peltatum perteneciente a la familia Generaniaceae es conocida como geranio de hojas de hiedra. Su importancia no esta basada sólo en su utili-dad ornamental sino también medicinal y como aditivo en todo tipo de productos para el cuidado de la piel. Aranguren (2005), realizó un estudio en la región de Bailadores, en el municipio Rivas Dávila del estado Mérida (Venezuela). De un total de 101 que son empleadas con fines medicinales el geranio fue incluido entre 20 especies medicinales de valor relativo importante.
Algunos químicos derivados de las plantas son fuente invalorable de una variedad de fármacos, condimentos, colorantes, aceites y resinas (Balandrin et al., 1985). Muchos de estos fitoquímicos valorados comercialmente son metabolitos secundarios, producidos en pequeñas cantidades, y a menudo acumulados en tejidos específicos (Kim et al., 2002).
En algunas especies de geranio apreciados por sus cualidades medicinales, los metabolitos secundarios son extraídos de las raíces. En condiciones in vitro, las raíces crecen lentamente a menos que una auxina exógena sea añadida al medio, el cultivo in vitro de raíces se propone como una vía para la obtención de material vegetal para la producción de fitoquímicos de interés en geranio. El objetivo de esta investigación es establecer las condiciones in vitro para inducir la formación de raíces en geranio.
MATERIALES Y MÉTODOS
Material vegetal: se utilizaron como explantes discos de hoja de 0,8 cm2, segmentos nodales de 1 cm y microesquejes de 1,5 a 2 cm. Desinfección: los explantes fueron desinfectados mediante lavado con agua y jabón comercial, seguido por un lavado con solución povidine (15 min), lavado con solución fungicida (VITAVAX, 30 min), lavado con cloro comercial (20%) y Tween 20, y por último tres enjuagues con agua destilada estéril bajo cámara de flujo laminar. Medios de cultivo: los explantes se cultivaron en los medios conformados por las sales Murashige y Skoog (MS, 1962) suplementados con tiamina (0,4 mg l-1), mio-inositol (100 mg l-1), ácido ascórbico (100 mg l-1), cisteína (50 mg l-1), sacarosa (30 g l-1), y solidificado con agar (8 g l-1). Los diferentes tratamientos empleados fueron los siguientes: Segmentos de hoja (SH) Cinetina (K, 5mg l-1) + Ácido Naftaleno Acético (ANA, 1 mg l-1); Segmentos nodales (SN) K (8 mg l-1) + ANA (1 mg l-1); Microesquejes, (ME1) BA 6-Bencilaminopurina (0,5 mg l-1), (ME2) BA (2 mg l-1) + Ácido Indol Acético (AIA, 0,2 mg l-1).
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
Bajo las condiciones anteriormente mencionadas, los explantes probados mostraron la formación de callo a la primera semana de cultivo; apreciándose a los 3 meses aproximadamente el desarrollo de raíces en los diferentes explantes; encontrándose el mayor porcentaje de explantes con callo en secciones de hoja (73%) en el medio SH (Cuadro). Así mismo, el mayor porcentaje de callo con formación de raíces se observó en el medio ME1 (100%, Cuadro). Saxena et al. (2000) en su experiencia mostraron que para inducir la formación de callo en los explantes se necesita colocar bajas concentraciones de auxina frente a la concentración de citoquinina.
CUADRO. Porcentajes de formación de callos y raíces en diferentes explantes y medios de cultivo a los tres meses de iniciado
el cultivo.
| Tratamienros | SH | SN | ME1 | ME2 |
|---|---|---|---|---|
| Nº Explantes | 60 | 52 | 34 | 20 |
| % Explantes con callo | 73 | 13 | 9 | 15 |
| % Callo con formación de raíces | 23 | 3 | 100 | 33 |
(SH) K (5 mg l-1) + ANA (1 mg l-1), explante hoja.
(SN) K (8 mg l-1) + ANA (1 mg l-1), explante segmento nodal.
(ME1) BA (0,5 mg l-1), explante microesqueje.
(ME2) BA (2 mg l-1) + AIA (0,2 mg l-1), explante microesqueje.
En éste caso en todos los tratamientos se observó la formación de callo, pero sólo en el medio SH donde la proporción auxina-citocinina fue intermedia se obtuvo el mayor porcentaje de formación de callo. Sin embargo, la organogénesis para la producción de raíces fue inducida en mayor porcentaje sólo en el tratamiento ME1, sin la presencia de auxina, debido posiblemente a que este tejido posee un alto contenido endógeno de la hormona. La Figura muestra la formación de callos y raíces en estos medios de cultivo.
BIBLIOGRAFÍA
1. ARANGUREN B., A. 2005. Plantas útiles empleadas por los campesinos de la región de Bailadores, Venezuela. Boletín Antropológico. Año 23, Nº 64, Mayo-Agosto, 2005. ISSN:1325-2610. Universidad de Los Andes. Mérida. 139-165.
[ Links ]2. BALANDRIN, M.F., J.A. KLOCKE, E.S. WURTELE and W.H. BOLLINGER. 1985. Natural plant chemicals: sources of industrial and medicinal materials. Science 228:154-160.
[ Links ]3. KIM, Y., B. WYSLOUZIL and P. WEATHERS. 2002. Secondary metabolism of hairy root cultures in bioreactores. In vitro Cell. Dev. Biol. Plant 38:1-10.
[ Links ]4. MURASHIGE, T. and F. SKOOG. 1962. A revised medium for rapid medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures. Physiol. Plant. 15:474-497.
[ Links ]5. SAXENA, G., S. BANERJEE, L. RAHMAN, G. MALLAVARAPU, S. SHARMA and S. KUMAR. 2000. An efficient in vitro procedure for micropropagation and regeneration of somaclones of rose scented Pelargonium. Plant Science 155:133-140.
[ Links ]