MECANISMO DE ACCIÓN DE LOS HONGOS ENTOMOPATÓGENOS

Micaela Pucheta Díaz, Antonio Flores Macías, Silvia Rodríguez Navarro y Mayra de la Torre

Micaela Pucheta Díaz. Ingeniera Agrónoma. M.C. Agropecuaria, Universidad Autónoma Metropolitana (UAM), México.

Antonio Flores Macías. Ingeniero Agrónomo, Doctor en Ciencias Biológicas, UAM, México. Docente e Investigador, UAM, México. Dirección: Universidad Autónoma Metropolitana, Campus Xochilmilco. Departamento de Producción Agrícola y Animal. Calzada del Hueso 1100, Col. Villa Quietud, 04960, DF. México. e-mail: floresuam@prodigy.net.mx

Silvia Rodríguez Navarro. Bióloga y M.C. Facultad de Ciencias. Universidad Nacional Autónoma de México. Docente e Investigador, UAM, México.

Mayra de la Torre. Ingeniera Bioquímica y Doctora en Microbiología, Escuela Nacional de Ciencias Biológicas - Instituto Politécnico Nacional, México. Investigador, Centro de Investigación en Alimentación y Desarrollo, Sonora, México. e-mail: mdelatorre@ciad.mx

RESUMEN

Los hongos entomopatógenos tienen un gran potencial como agentes de control, ya que constituyen un grupo con más de 750 especies que al dispersarse en el ambiente provocan infecciones fúngicas en las poblaciones de insectos. Estos hongos inician su proceso infectivo cuando las esporas son retenidas en la superficie del integumento, donde se inicia la formación del tubo germinativo, comenzando el hongo a excretar enzimas como las proteasas, quitinasas, quitobiasas, lipasas y lipooxigenasas. Estas enzimas degradan la cutícula del insecto y coadyuvan con el proceso de penetración por presión mecánica iniciado por el apresorio, que es una estructura especializada formada en el tubo germinativo. Una vez dentro del insecto, el hongo se desarrolla como cuerpos hifales que se van diseminando a través del hemocele e invaden diversos tejidos musculares, cuerpos grasos, tubos de Malpighi, mitocondrias y hemocitos, ocasionando la muerte del insecto después de 3 a 14 días de iniciada la infección. Una vez muerto el insecto y ya agotados muchos de los nutrientes, el hongo inicia un crecimiento micelar e invade todos los órganos del hospedero. Finalmente, las hifas penetran la cutícula desde el interior del insecto y emergen a la superficie, donde en condiciones ambientales apropiadas inician la formación de nuevas esporas.

MECHANISM OF ACTION OF ENTOMOPATHOGENIC FUNGI

SUMMARY

Entomopathogenic fungi have a great potential as control agents, as they constitute a group with over 750 species that, when dispersed in the environment, provoke fungal infections in insect populations. These fungi begin their infective process when spores are retained on the integument surface, where the formation of the germinative tube initiates, the fungi starting to excrete enzymes such as proteases, chitinases, quitobiases, lipases and lipoxygenases. These enzymes degrade the insect’s cuticle and help in the process of penetration by mechanical pressure that is initiated by the apresorium, a specialized structure formed in the germinative tube. Once inside the insect, the fungi develop as hyphal bodies that disseminate through the haemocele and invade diverse muscle tissues, fatty bodies, Malpighian tubes, mitochondria and haemocytes, leading to death of the insect 3 to 14 days after infection. Once the insect dies and many of the nutrients are exhausted, fungi start micelar growth and invade all the organs of the host. Finally, hyphae penetrate the cuticle from the interior of the insect and emerge at the surface, where they initiate spore formation under appropriate environmental conditions.

MECANISMO DE AÇÃO DOS FUNGOS ENTOMOPATÓGENOS

RESUMO

Os fungos entomopatógenos têm um grande potencial como agentes de controle, já que constituem um grupo com mais de 750 espécies que ao dispersar-se no ambiente provocam infecções fúngicas nas populações de insetos. Estes fungos iniciam seu processo infectivo quando as esporas são retidas na superfície do integumento, onde se inicia a formação do tubo germinativo, começando o fungo a excretar enzimas como as proteases, quitinases, quitobiases, lipases e lipoxigenases. Estas enzimas degradam a cutícula do inseto e coadjuvam com o processo de penetração por pressão mecânica iniciado pelo apressório, que é uma estrutura especializada formada no tubo germinativo. Uma vez dentro do inseto, o fungo se desenvolve como corpos hifales que se vão disseminando através do hemocele e invadem diversos tecidos musculares, corpos graxos, tubos de Malpighi, mitocôndrias e hemócitos, ocasionando a morte do inseto depois de 3 a 14 dias de iniciada a infecção. Uma vez morto o inseto e já esgotados muitos dos nutrientes, o fungo inicia um crescimento micelar e invade todos os órgãos do hospedeiro. Finalmente, as hifas penetram a cutícula desde o interior do inseto e emergem à superfície, onde em condições ambientais apropriadas iniciam a formação de novas esporas.

PALABRAS CLAVE / Control Biológico / Hongos Entomopatógenos /

Recibido: 16/11/2005. Modificado: 11/11/2006. Aceptado: 14/11/2006.

El potencial que tienen los hongos entomopatógenos como agentes de control, al constituir un grupo con más de 750 especies de casi 100 géneros que pueden infectar insectos, ha sido reconocido. La mayoría de estos hongos pertenecen a las divisiones Zigomicota (entomoptorales), Deuteromicota (hifomicetos) y Ascomicota (Hegedus y Khachatourians, 1995; Khachatourians, 1996) y se encuentran comúnmente en la naturaleza (Deshpande, 1999; Milner, 2000). Sin embargo, solo algunos hongos entomopatógenos han sido estudiados a fondo (Wraight et al., 1998; Monzón, 2001) y son utilizados comercialmente (Tabla I).

Relación patógeno-hospedero

Los hongos entomopatógenos son de gran importancia dentro de los agroecosistemas por su capacidad natural para regular las poblaciones de insectos, la cual depende de la susceptibilidad del hospedero o de la asociación patógeno-hospedero. En este último caso, el insecto hospedero puede ejercer una presión de selección que favorezca a pocos genotipos del patógeno; es decir, hay una selección natural de estos microorganismos en términos de especialización con respecto al hospedero (Maurer et al., 1997; St. Leger et al., 1997). La Figura 1 muestra esquemáticamente el ciclo de vida del hongo. Para que la manifestación epizoótica de los hongos entomopatógenos tenga lugar, los factores bióticos y abióticos tienen una enorme influencia. Entre los factores abióticos que afectan la viabilidad y la persistencia de los hongos entomopatógenos en el campo se encuentran los rayos ultravioleta, la temperatura, la humedad relativa y los funguicidas. La susceptibilidad y la relación con los hospederos se relacionan con los nutrimentos presentes en los insectos, que son el medio para la propagación, dispersión y persistencia de los hongos. Las esporas de los entomopatógenos tienen requerimientos específicos de agua y temperatura, así como de otros factores ambientales que en conjunto funcionan como inductores para la activación de receptores presentes en el patógeno y que les permiten llevar a cabo el proceso infectivo sobre el hospedero (Hajek, 1997).

Los hongos entomopatógenos, a diferencia de otros agentes entomopatógenos, no necesitan ser ingeridos por el insecto para controlarlo (Carruthers y Hural, 1990), pudiendo ocurrir la infección por contacto y adhesión de las esporas a las partes bucales, membranas intersegmentales o a través de los espiráculos (Charnley, 1997; Jeffs et al., 1997; Kershaw y Talbot, 1998).

Características de la pared de los hongos entomopatógenos

La pared celular de los hongos está constituida por polisacáridos (80%), proteínas (3-20%), lípidos, pigmentos y sales inorgánicas en cantidades menores. La quitina forma microfibrillas y es el polisacárido característico de la pared celular en hongos, pero también existe en los insectos. Este polímero es un polisacárido no ramificado, constituido de N-acetil-D-glucosamina (GlcNAc), donde los monómeros están unidos por enlaces b-1,4 y existen tres tipos de quitina: a, b y g.

Las proteínas son glicoproteínas, cuya fracción glicosilada esta formada por galactosa y manosa (Ruiz, 1991; Wessels, 1999). Los lípidos en la pared celular de los hongos están presentes en un rango de 1 a 10% de su peso seco; son ácidos grasos, siendo los más abundantes C16 y C18. La coloración característica de la pared celular se debe a la presencia de melaninas, producto de la oxidación de diferentes fenoles. La importancia de estos pigmentos se debe a su carácter protector ante efectos deletéreos ocasionados por la luz o por las enzimas líticas (Ruiz, 1991).

En la pared celular ocurren cambios durante las diferentes etapas de desarrollo de los hongos, cambios que ocurren mediante el ensamblaje de los componentes celulares como polisacáridos microfibrilares, la asociación de polisacáridos de reforzamiento y de complejos de proteínas (glicoproteínas). Las glicoproteínas inician su ensamblaje a nivel del lumen, en el interior del retículo endoplásmico rugoso; posteriormente, son transportadas a diferentes compartimientos membranosos del retículo endoplásmico liso y del aparato de Golgi, hasta alcanzar la superficie celular mediante el aparato vesicular. Este conglomerado vesicular conduce a las glicoproteínas y otros componentes hacia la pared celular pasando por la membrana plasmática; los otros componentes siguen esta vía para integrarse a la pared celular, tanto para la formación de la espora, como del desarrollo de micelio (Ruiz, 1991; Harold, 1999; Wessels, 1999).

Mecanismo patogénico

Los hongos entomopatógenos inician su proceso infectivo en los insectos hospederos cuando las esporas viables son retenidas por contacto en la superficie del integumento, mientras encuentran un espacio propicio para establecer la asociación patógeno-hospedero (Jones, 1994) y formar los túbulos germinales y a veces el apresorio, que facilitarán la invasión del hongo. (Hajek, 1997; Deshpande, 1999; Milner, 2000; Asaff et al., 2002; Barranco et al., 2002).

Se ha sugerido que iones divalentes como el Ca⁺² y el Mg⁺² reducen las fuerzas de repulsión electrostática de la superficie de la del insecto, por lo que pueden afectar su hidrofobicidad y promover la adhesión pared celular fúngica-cutícula (Figura 2a), creando condiciones favorables para el establecimiento de la espora y la subsecuente invasión del hospedero (Barnes y Moore, 1997; Jeffs et al., 1997; Kershaw y Talbot, 1998; Wessels, 1999).

La germinación de la espora se inicia con el hinchamiento de la misma, que es favorecido por una humedad alta (70% durante 14h); la germinación es disparada por mensajeros que generalmente son carbohidratos presentes en las proteínas cuticulares del insecto (Hegedus y Khachatourians, 1995; Khachatourians, 1996). La hidratación de la espora es favorecida por la acción antidesecante de su cubierta mucilaginosa, que además funciona como protector ante la presencia de polifenoles tóxicos y enzimas, secretadas por sistema inmune del insecto. Metarhizium anisopliae presenta un alto contenido de aminopeptidasas e hidrofobina, las cuales favorecen la acción de enzimas extracelulares sobre la cutícula del insecto. Sin embargo, se han encontrado esterasas y proteasas en conidias no germinadas, lo que sugiere una modificación de la superficie cuticular previa a la germinación, ya que durante la hidratación la espora no solo absorbe agua, sino también nutrientes (Jones, 1994; Kershaw y Talbot, 1998). Los lípidos que se encuentran en la cutícula de la mosquita blanca pueden afectar potencialmente la germinación de la espora como resultado de su acción fungilítica o fungiestática, o actuando como una barrera en la matriz de quitina del exoesqueleto del insecto, previniendo que la espora entre en contacto con los nutrimentos y se inicie la señal de disparo de la germinación (James et al., 2003).

Después del hinchamiento de la espora tiene lugar la formación del tubo germinativo mediante el proceso de polarización típico del crecimiento apical de los hongos, que estimula la síntesis de la pared celular. Los iones H⁺ y Ca²⁺ entran en la punta de la hifa a través de un mecanismo de transporte pasivo y son expulsados por mecanismos dependientes de energía. Este flujo transcelular permanece constante y mantiene el desarrollo del tubo germinativo y la formación del apresorio (Figura 2b), una estructura especializada formada en el tubo germinativo (Riquelme et al., 1998; Harold, 1999; Wessels, 1999). El tubo germinativo rastrea y reconoce la superficie del insecto para la localización de sitios receptores, habilitando a la hifa para la penetración de la cutícula (Wessels, 1999). El apresorio sirve para el anclaje de la espora y ejerce una presión hacia el interior del insecto. Paralelamente, el hongo excreta una gran cantidad de enzimas entre las que se incluyen proteasas, quitinasas, quitobiasas, lipasas, lipooxigenasas y otras enzimas hidrolíticas, que van degradando la cutícula y proporcionan a su vez nutrientes al hongo (Monzón, 2001).

Una vez dentro del insecto, el hongo prolifera formando cuerpos hifales secundarios, que se ramifican en la procutícula conformada principalmente de fibrillas lameladas de quitina embebidas en una matriz proteínica que actúa como cubierta física protectora ante las secreciones extracelulares del patógeno. Posteriormente, los cuerpos hifales se encuentran con la capa epidérmica y con su respectiva membrana basal y se diseminan a través del hemocele (Deshpande, 1999). Así, invaden diversas estructuras como tejidos musculares, cuerpos grasos, tubos de Malpighi, mitocondrias, hemocitos, retículo endoplásmico y membrana nuclear.

Al agotarse los nutrientes, el hongo inicia un crecimiento miceliar invadiendo todos los órganos del hospedero. Finalmente, las hifas penetran la cutícula desde el interior del insecto y emergen a la superficie iniciando la formación de esporas cuando la humedad relativa es adecuada (Gillespie y Claydon, 1989).

Cabe destacar que durante la penetración del hongo desde la cutícula del insecto hasta el hemocele, la hifa queda inmersa en proteínas, quitina, lípidos, melanina, difenoles y carbohidratos; algunos de ellos son nutrimientos pero otros pueden inhibir su crecimiento, ya que el insecto activa su sistema inmune a través de procesos como la melanización, fagocitosis, nodulación y encapsulamiento (St. Leger y Roberts, 1997). Sin embargo, los hongos desarrollan una serie de actividades que les permiten evitar este tipo de defensas, tales como cambios en la pared celular y producción de sustancias inmunomodulatorias o toxinas fúngicas (Khachatourians, 1991).

Toxinas de hongos entomopatógenos

La literatura de las últimas décadas cita un número considerable de metabolitos secundarios de bajo peso molecular que han sido aislados de patógenos de insectos, muchos de los cuales han demostrado poseer una actividad insecticida marginal (Gillespie y Claydon, 1989). Varias especies de hongos entomopatógenos son capaces de producir ácidos orgánicos y algunos de ellos han sido implicados en el proceso infectivo. Por ejemplo, se ha reportado la producción de ácido oxálico por Beauveria spp., Lecanicillium (Verticillium) lecanii, Paecilomyces fumosoroseus y Metarhizium anisopliae (Hegedus y Khachatourians, 1995; Asaff et al., 2006). Este compuesto ha sido descrito como un factor de virulencia en hongos fitopatógenos y se ha sugerido que en el caso de los hongos entomopatógenos puede ser un elemento que coadyuve a la solubilización de la proteína cuticular (Bidochka y Khachatourians, 1991). Otro compuesto importante producido por algunos hongos entomopatógenos entre los que destaca Paecilomyces spp. y M. anisopliae es el ácido 2,6-piridindicarboxilico (ácido dipicolínico; Asaff et al., 2006), que posee propiedades insecticidas contra larvas de Calliphora eryhrocephala (Claydon y Grove, 1982).

También se han reportado toxinas peptídicas cíclicas y lineales. A las primeras pertenece una familia de péptidos conocidos como depsipéptidos. El primer compuesto de esta naturaleza en ser caracterizado fue la beauvericina, extraída del micelio de Beauveria bassiana, y posteriormente se han aislado de diferentes especies de Fusarium y Paecilomyces (Logrieco et al., 1998). Otros depsipéptidos son las eniatinas aisladas de Fusarium (Grove y Pople, 1980), que son tóxicas contra larvas de Choristoneura fumiferana (Strongman et al., 1987). La acción insecticida de estos depsipéptidos es específica para ciertos grupos de insectos y su toxicidad se debe a la acción sinérgica de un complejo de compuestos, entre los que se incluye la beauvericina. La beauvericina es sintetizada de manera similar a las eniatinas y en su biosíntesis interviene una enzima multifuncional conocida como eniatina sintetasa cuya expresión es constitutiva (Billich y Zocher, 1988). Dos ciclotetrapéptidos muy parecidos denominados beauverólidos H e I fueron aislados del micelio de B. bassiana y B. brogniarti, aunque no tuvieron actividad insecticida contra Melolontha melolontha. También se aislaron beauverólidos L y La del micelio de Beauveria tenella y Paecilomyces fumosoroseus, estos compuestos tienen una fuerte acción inmunomoduladora pero no un efecto insecticida (Jegorov et al., 1994). Otro metabolito aislado de B. bassiana y L. (V.) lecanii, conocido como basianólido, mostró una fuerte acción insecticida tanto por ingestión como por inyección contra larvas de gusanos de seda Bombix mori (Kanaoka et al., 1978). Algunos aislados de M. anisopliae producen las llamadas destruxinas, de las que la dimetildextruxina y la protodextruxina están relacionadas con la virulencia (Kershaw y Talbot, 1998; Gillespie y Claydon, 1989; Monzón, 2001). Las destruxinas son los compuestos mejor caracterizados, ya que su modo de acción también inhibe la síntesis de ADN, ARN y de proteínas en las células de los insectos (Quiot et al., 1985). Además, las destruxinas son capaces de inhibir la secreción de fluidos por el tubo de Malpighi en Schistocerca gregaria (James et al., 1993). Las destruxinas A, B y E producidas por M. anisopliae, mostraron propiedades insecticidas al ser probadas en larvas de Plutella xylostella, así como en larvas y adultos de Phaedon cochleariae, con un nivel de mortalidad alto en las poblaciones de insectos; además, causaron deformaciones en los élitros y alas anteriores del insecto (Amiri et al., 1999).

Conclusiones

El mecanismo de patogenicidad de los hongos entomopatógenos es muy complejo y aun quedan muchas interrogantes por responder. Es indudable que tal mecanismo es altamente especializado y que la relación insecto-hongo es fundamental, siendo ambos organismos activos. Conocer más sobre este mecanismo contribuirá a la búsqueda de cepas con características especiales y a establecer condiciones de proceso que permitan la obtención de esporas con mayor virulencia hacia determinado insecto plaga, sin descartar la posibilidad de utilizar esporas y metabolitos, o bien solo los metabolitos con mayor actividad insecticida.

REFERENCIAS

1. Amiri B, Ibrahim L, Butt TM (1999) Antifeedant properties of destruxins and their potential use with the entomogenous fungus Metarhizium anisopliae for improved control of crucifer pest. Biocont. Sci. Technol. 9: 487-498.        [ Links ]

2. Asaff TA, Reyes VY, López LVE, De la Torre MM (2002) Guerra entre insectos y microorganismos: una estrategia natural para el control de plagas. Avance y Perspectiva (México) 21: 291-295.        [ Links ]

3. Asaff A, Cerda-García-Rojas C, Viniegra-González G, de la Torre M (2006) Carbon distribution and redirection of metabolism in P. fumosoroseus during solid-state and liquid fermentations. Process Biochem. 41: 1303-1310.        [ Links ]

4. Barranco FE, Alatorre RR, Gutiérrez RM, Viniegra GG, Saucedo CG (2002) Criteria for the selection of strains of entomopathogenic fungi Verticillium lecanii for solid state cultivation. Enz. Microb. Technol. 30: 910-915.        [ Links ]

5. Barnes SE, Moore D (1997) The effect of fatty, organic or phenolic acids on the germination of conidia of Metarhizium flavoviride. Mycol. Res. 101: 662-666.        [ Links ]

6. Bidochka M, Khachatourians G (1991) The implication of metabolic acids produced by Beauveria bassiana in pathogenesis of the migratory grasshopper, Melanoplus sanguinipes. J. Invert. Pathol. 58: 106-117.        [ Links ]

7. Billich A, Zocher R (1988) Constitutive expression of enniatin synthetase during fermentative growth of Fusarium scirpi. Appl. Env. Microbiol. 54: 2504-2510.        [ Links ]

8. Carruthers IR, Hural K (1990) Fungi as natural occurring entomopathogens. En Baker RR, Dunn PE (Eds.) New Directions in Biological Control: Alternatives for Suppressing Agricultural Pests and Diseases. Liss. Nueva York, EEUU. pp. 115-138.        [ Links ]

9. Charnley AK (1997) Entomopathogenic Fungi and their role in pest control. En Wicklow D, Soderstrom M (Eds.) The Mycota IV. Environmental and Microbial Relationships. Springer. Heidelberg, Alemania. pp. 185-201.        [ Links ]

10. Claydon N, Grove J (1982) Insecticidal secondary metabolitic products from the entomogenous Verticilliun lecanii. J. Invert. Pathol. 40: 413-418.        [ Links ]

11. Deshpande MV (1999) Mycopesticide production by fermentation: potential and challenges. Crit. Rev. Microbiol. 25: 229-243.        [ Links ]

12. Gillespie AT, Claydon N (1989) The use of entomogenous fungi for pest control and the role of toxins in pathogenesis. Pesticide Sci. 27: 203-215.        [ Links ]

13. Grove JF, Pople M (1980) The insecticidal activity of beauvericin and the enniatin complex. Mycopathologia 70: 103-105.        [ Links ]

14. Hajek AE (1997) Ecology of terrestrial fungal entomopathogens. Adv. Microb. Ecol. 15: 193-249.        [ Links ]

15. Harold FM (1999) In pursuit of the whole hypha. Fungal Genet. Biol. 27: 128-133.        [ Links ]

16. Hegedus D, Khachatourians G (1995) The impact of biotechnology on hyphomycetous fungal insect biocontrol agents. Biotechnol. Adv. 13: 455-490.        [ Links ]

17. James P, Kershaw M, Reynolds S, Charnley A (1993) Inhibition of desert locus (Schistocerca gregaria) malpighian tubule fluid secretion by destruxinas, cyclic peptide toxins from the insect pathogenic fungus Metarhizium anisopliae. J. Insect Physiol. 39: 797-804.        [ Links ]

18. James RR, Buckner JS, Freeman TP (2003) Cuticular lipids and silverleaf whitefly stage affect conidial germination of Beauveria bassiana and Paecilomyces fumosoroseus. J. Invert. Pathol. 84: 67-74.        [ Links ]

19. Jeffs LB, Xavier IJ, Matai RE, Khachatourians GG (1997) Relationships between fungal spore morphologies and surface properties for entomopathogenic members of the genera Beauveria, Metarhizium, Paecilomyces, Tolypocladium, and Verticillium. Can. J. Microbiol. 45: 936-948.        [ Links ]

20. Jegorov A, Sedmera P, Matha V, Simek P, Zahradnickova H, Landa Z, Eyal J (1994) Beauverolides L and La from Beauveria tenella and Paecilomyces fumosoroseus. Phytochemistry 37: 1301-1303.        [ Links ]

21. Jones RL (1994) Role of field studies in assessing environmental behavior of herbicides. Proc. Brighton crop protection conference. Weeds. Vol. 3. Brighton, RU. pp. 1275-1282.        [ Links ]

22. Kanaoka M, Isogai S, Murakoshi M, Ichinoe M, Suzuki A, Tamura S (1978) Bassianolide, a new insecticidal cyclodepsipeptide from Beauveria bassiana and Verticillium lecanii. Agric. Biol. Chem. 42: 629-635.        [ Links ]

23. Kershaw MJ, Talbot NJ (1998) Hydrophobins and repellents: proteins with fundamental roles in fungal morphogenesis. Fungal Genet. Biol. 23: 18-33, 83.        [ Links ]

24. Khachatourians GG (1991) Physiology and genetics of entomopathogenic fungi. En Arora DK, Ajello L, Mukerji KG (Eds.) Handbook of Applied Mycology Vol. 2: Humans, animals and insects. Dakker. Nueva York, EEUU. pp. 613-661.        [ Links ]

25. Khachatourians GG (1996) Biochemistry and molecular biology of entomopathogenic fungi. En Howard DH, Miller JD (Eds.) The Mycota VI. Human and animal relationship. Springer. Berlin, Alemania. pp 331-364.        [ Links ]

26. Logrieco A, Moretti A, Castella G, Kostecki M, Golinsky P, Ritieni A, Chelhowski J (1998) Beauvericin production by Fusarium Species. Appl. Env. Microbiol. 64: 3084-3088.        [ Links ]

27. Maurer P, Couteaudier Y, Girard PA, Bridge PD, Riba G (1997) Genetic diversity of Beauveria bassiana and relatedness to host insect range. Mycol. Res. 101: 159-164.        [ Links ]

28. Milner JR (2000) Current status of Metarhizium as a mycoinsecticide in Australia. Biocontrol News Inf. 20: 47-50.        [ Links ]

29. Monzón A (2001) Producción, uso y control de calidad de hongos entomopatógenos en Nicaragua. Manejo Integrado de Plagas. (CATIE, Costa Rica) 63: 95-103.        [ Links ]

30. Quiot J, Vey A, Vago C (1985) Effects of mycotoxins on invertebrate cells in vitro. Adv. Cell Culture 4. pp. 199-211.        [ Links ]

31. Riquelme M, Reynaga PCG, Gires G, Bartnicki GS (1998) What Determines Growth Direction in Fungal Hyphae?. Fungal Genet. Biol. 24: 101-109.        [ Links ]

32. Ruiz HJ (1991) Biosynthesis of beta-glucans in fungi. Antonie Van Leeuwenhoek 60: 72-81.        [ Links ]

33. St. Leger RJ, Roberts DW (1997) Engineering improved mycoinsecticides. Trends Biotechnol. 15: 83-87.        [ Links ]

34. Strongman D, Strunz G, Giguere P, Yu CM, Calhoun L (1987) Enniatins from Fusarium avenaceum isolated from balsam fir foliage and their toxicity to spruce budworm larvae, Choristoneura fumiferana (Clem.) (Lepidoptera: Tortricidae). J. Chem. Ecol. 14: 753-764.        [ Links ]

35. Wraight S, Carruthers R, Bradley C, Jaronsky S, Lacey L, Wood P, Galaini WS (1998) Pathogenicity of the entomopathogenic fungi Paecilomyces spp. and Beauveria bassiana against the silverleaf whitefly, Bemisia argentifolii. Biol. Control 17: 203-217.        [ Links ]

36. Wessels JGH (1999) Fungi in their own right. Fungal Genet. Biol. 27: 134-145.        [ Links ]