Stability of bioprocessed and ready-to-eat Phaseolus vulgaris L.

M. Granito, Y. Valero y S. Pérez

Universidad Simón Bolívar, Valle de Sartenejas, Baruta - Apartado Postal Nº 89.000 Caracas 108-A Venezuela

Autor de correspondencia e-mail: mgranito@usb.ve

Resumen

Phaseolus vulgaris, fuente de nutrientes y compuestos bioactivos forma parte de los hábitos alimenticios de muchas poblaciones latinoamericanas, a pesar que su consumo por veces se ve limitado, debido a los largos períodos de cocción requeridos y a la flatulencia que se produce después de su ingesta. La flatulencia, producto de la fermentación colónica de los a-galactósidos y de la fibra soluble, disminuye mediante la fermentación natural del grano, obteniéndose un alimento nutritivo, sensorialmente aceptado que no produce flatulencia. El objetivo de este trabajo fue medir la vida útil de granos de P. vulgaris, fermentados y listos para el consumo. Se usó una variedad blanca de P. vulgaris fermentada, cocida y envasada en salmuera al 2%. Cada 15 días se evaluó el pH, la acidez titulable, agentes de deterioro microbiológico y el color instrumental (L, a, b) a 30ºC, 35ºC y 40ºC durante 2 meses. A los 60 días de almacenamiento, el pH se incrementó en 2% a 30ºC y 40ºC mientras que para las muestras almacenadas a 35ºC se observó un aumento del 6%. La acidez titulable se incrementó con las 3 temperaturas evaluadas. A los 45 días de almacenamiento los principales agentes causales de deterioro fueron los mesófilos (105 UFC.mL^-1) y los mohos (102 UFC.mL^-1). Asimismo, se incrementó el valor de L (luminosidad) a los 60 días. Se estimó una vida media de 45 días para granos de P. vulgaris fermentados, cocidos, y envasados en salmuera, almacenados a 30ºC.

Palabras clave: Phaseolus vulgaris, vida útil, fermentación, estabilidad.

Abstract

Phaseolus vulgaris, source of nutrients and bioactive compounds, is part of the staple diet of many populations despite its consumption being sometimes limited due to the long cooking periods required and to the flatulence produced after its ingestion. The flatulence, product of the colonic fermentation of the a-galactosides and soluble fiber, can be significantly decreased by natural fermentation of the grain, prior to its consumption, with a more nutritious, sensorially accepted and non-flatulence producing foodstuff being obtained. The objective of this work was to measure the stability of fermented and ready-to-eat P. vulgaris. A white variety of fermented, cooked, and bottled in brine at 2% P. vulgaris was used. pH, titrable acidity, microbiological deterioration agents and instrumental color (L, a, b) was evaluated every 15 days at 30ºC, 35ºC and 40ºC for 2 months. At 60 days of storage, the pH increased in 2% for the samples stored at 30ºC and 40ºC; at 35ºC it increased in 6%. Titrable acidity increased for samples stored at every treatment. Mesophilous and the moulds were the main causal agents of deterioration at 45 days, with 105 CFU.mL^-1 and 102 CFU.mL^-1 being quantified, respectively. Values of L and b increased at 60 days of storage. A shelf-life of 45 days was estimated for fermented, cooked and bottled in brine P. vulgaris beans stored at 30ºC.

Keywords: Phaseolus vulgaris, fermentation, stability, shelf-life.

Recibido el 3-4-2008 Aceptado el 1-9-2008

Introducción

Phaseolus vulgaris, también conocida por los nombres comunes de caraotas, judías, alubias, frijoles, entre otros, es una leguminosa que representa una importante fuente de carbohidratos complejos y de proteína, cuya calidad, si se combina con la proteína de los cereales es equivalente a la de la carne (Bressani, 2002). Aporta además compuestos bioactivos como la fibra dietética, insoluble y soluble (Pereira et al., 2002), que junto al almidón resistente, previenen la incidencia de enfermedades relacionadas con el tránsito intestinal y tienen efecto hipocolesterolémico (Champ, 2002); adicionalmente, contienen polifenoles y taninos, los cuales poseen capacidad antioxidante (Granito et al., 2007). En Latinoamérica, P. vulgaris forma parte de los hábitos alimenticios de muchas poblaciones, para las que representa una de las principales fuentes de proteína y minerales (Messina, 1999).

Sin embargo, P. vulgaris presenta una serie de factores que limitan su consumo. Además de los compuestos antinutricionales naturalmente presentes en los granos (Lajolo et al., 1991; Granito et al., 2001), requiere largos tiempos de cocción y contiene compuestos productores de flatulencia, como los a-galactosidos, rafinosa, estaquiosa, verbascosa y la fibra soluble (Desphande, 1992; Granito et al., 2003) los cuales una vez fermentados por las bacterias colónicas residentes en el intestino grueso, producen una serie de síntomas intestinales molestos (Granito et al., 2005).

P. vulgaris al igual que todas las leguminosas debe ser procesada previo a su consumo, lo cual altera su composición química. Bioprocesos como la fermentación natural de P. vulgaris y su posterior cocción, disminuyen significativamente los factores antinutricionales y productores de flatulencia, mejorando además la calidad nutritiva de los granos, sin detrimento de su aceptabilidad sensorial (Granito et al., 2001; Granito et al., 2003). Adicionalmente, la fermentación natural incrementa el potencial de P. vulgaris como ingrediente funcional, susceptible de ser utilizado en el desarrollo de productos extendidos con leguminosas (Ghavidel y Prakash, 2007) o de nuevos productos a base de 100% de leguminosas (Granito y Guinand, 2005).

En Venezuela, P. vulgaris forma parte de los hábitos alimenticios de la población y se consume en promedio 12 kg.persona.año^-1 (INN, 2000b). Si se aplican procesos de fermentación natural y posterior cocción a granos de caraota se potencia y facilita la ingesta del producto al proveer al consumidor dos grandes ventajas: i) se evita el tiempo que necesariamente se emplea en la cocción de los granos y ii) la fermentación previa a la cocción, disminuye los niveles de los factores antinutricionales y responsables de la flatulencia (Granito et al., 2002). De lo anterior se desprende, el alto impacto que puede tener este producto en el consumidor, con el valor agregado que representa el incremento de la ingesta de leguminosas por parte de la población.

Además de conocer el efecto del procesamiento sobre las características químicas y físicas de los granos, es necesario conocer su estabilidad o vida útil. La predicción de este tiempo se realiza mediante un estudio de estabilidad que tiene como objetivo evaluar el comportamiento de los productos en desarrollo y tradicionales a los que se les ha hecho algún cambio en la receta o en el proceso, durante un tiempo determinado y a diferentes temperaturas (Rondón et al., 2004). La vida útil de un alimento se puede definir como el periodo de tiempo durante el cual el producto almacenado no se percibe significativamente distinto al producto inicial o recién elaborado, o que no significa un riesgo para la salud de la persona que lo consume. Para la evaluación de los productos se utilizan técnicas de análisis sensorial, físicos, químicos y microbiológicos (Kilcast y Subramaniam, 2000; Rondón et al., 2004).

Considerando la importancia de este alimento en la dieta diaria de la población se planteó la posibilidad de envasar caraotas blancas fermentadas y cocidas, listas para su consumo inmediato directamente del envase y medir su estabilidad en el tiempo.

Materiales y métodos

Muestra: Se usó una variedad de semilla blanca de Phaseolus vulgaris L., denominada Victoria, la cual fue suministrada por el Instituto Nacional de Investigaciones Agronómicas (INIA) Maracay.

Higienización de los granos: Los granos fueron lavados e higienizados para reducir la carga microbiana acompañante inicial. Para el lavado se usó agua destilada estéril en una relación grano:agua de 1:1 (p/v), la cual luego fue descartada. Posteriormente, se colocaron los granos en una solución de ácido láctico al 1%, se agitaron durante 10 min, se descartó la solución de ácido láctico y se volvió a enjuagar con agua destilada estéril.

Fermentación natural: Los granos de caraota blanca higienizados se colocaron en un micro fermentador marca New Brunswick Scientific Co. Inc, Edison New Cork, U.S.A. modelo BIOFLO 2000, que contenía agua destilada estéril en una proporción grano:agua de1:4 (p/v). La fermentación se realizó de acuerdo a Granito et al. (2001) durante 48 horas. Finalizada la fermentación, los granos fermentados fueron escurridos, reservándose parte del agua de fermentación para análisis posteriores.

Cocción: Los granos fermentados fueron sometidos a una cocción en agua en una proporción de 1:4 (p/v) a presión atmosférica durante tres horas. Finalizada la cocción los granos fueron escurridos.

Envasado: Los granos cocidos fueron envasados en frascos de vidrio de 300 mL de capacidad, en una proporción de 70 g de caraotas blancas por frasco. Para el envasado se empleó una solución de salmuera (2% NaCl, pH 5) a 100°C en una proporción 1:3 (p/v) salmuera:grano. Una vez llenados los frascos con la solución de salmuera, se procedió al cierre inmediato de los frascos y posteriormente se colocaron en un baño de agua a 100°C durante 5 min.

Almacenamiento: Los frascos enfriados se almacenaron en estufas de convección a tres temperaturas distintas: 30°C, 35°C y 40°C. El estudio se realizó durante 2 meses, con determinaciones de los parámetros de calidad cada 15 días.

Composición química de los granos envasados: Se analizaron los granos fermentados y cocidos según la AOAC, (1990), determinándose los siguientes parámetros: contenido de humedad (método 925.10), cenizas (método 923.03), grasas (método 920.39) y proteínas (método 960.52). Los minerales se cuantificaron por Espectrofotometría de Absorción Atómica (AOAC, 1990). La digestibilidad in vitro se determinó usando un sistema multienzimático de tripsina, quimiotripsina, y peptidasa y el grado de hidrólisis enzimática se determinó por el método de la caída del pH después de 10 min, según Hsu et al. (1977). La fibra dietética se cuantificó usando el método enzimático-gravimétrico descrito por Prosky et al. (1992).

Medida de la estabilidad de los granos de caraotas blancas fermentadas y cocidas: Las determinaciones físicas, químicas y microbiológicas se realizaron cada 15 días, partiendo del tiempo 0 y a los tiempos 15, 30, 45 y 60 días.

Análisis microbiológicos: Las determinaciones microbiológicas se realizaron para monitorear los posibles microorganismos adulterantes o patógenos que pudiesen alterar el producto final. Se realizaron usando la metodología del compendio APHA (1992) para el análisis de: aerobios mesófilos (Plate Count Agar, Himedia M091), coliformes totales (Violet Red Bile Agar, Himedia M049), Lactobacillus (Lactobacilli MRS Agar, Himedia M641) y mohos y levaduras (Potato Dextrose Agar, Himedia M096). Se realizaron diluciones en el orden de 10^-1 y 10^-2 por duplicado, analizándose adicionalmente el del agua de fermentación.

Análisis químicos y físicos:

pH: La determinación del potencial de Hidrógeno se realizó utilizando el método potenciométrico (AOAC, 1990) usando un pH meter COLEMAN, Modelo 39.

Acidez titulable: La acidez titulable fue cuantificada según la norma COVENIN 1787:1981 (1981). Los resultados se reportaron como porcentaje de ácido láctico.

Color: La determinación de color se realizó por el método Triestímulus, utilizando el colorímetro Hunter Lab MINISCAN iluminante D-65 para determinar las coordenadas que describen el objeto, considerando los parámetros: luminosidad o grado de oscurecimiento del producto (L), cantidad de rojo versus cantidad de verde (a) y la cantidad de amarillo versus la cantidad de azul (b).

Análisis estadísticos: Los resultados fueron expresados como el promedio de 3 determinaciones. La comparación de medias se realizó mediante un análisis de varianza de una vía (ANOVA), con posterior comparación de medias (test de Duncan) o t de Student, usando el programa Statgraphics Plus 5.1. El nivel de probabilidad empleado para todos los análisis estadísticos fue de P£0.05.

Resultados y discusión

Una vez finalizado el proceso de fermentación y cocción se calculó el rendimiento de los granos, obteniéndose un incremento de peso del 67,1%.

En el cuadro 1 se presentan los resultados correspondientes a la composición proximal de los granos de P. vulgaris fermentados y cocidos al inicio del estudio de vida útil. Se encontraron valores de proteínas de 22,43% y de grasa y cenizas de 1,6 y 3,8%, respectivamente. Estos resultados son similares a los reportados en la Tabla de Composición de Alimentos Venezolana (INN, 1999) para granos crudos de variedades blancas de P. vulgaris: proteínas 23,9 g.100g^-1, grasas 1,6 g.100g^-1 y cenizas 3,8 g.100g^-1 base seca.

Cuadro 1. Composición química de los granos de P. vulgaris L. fermentados y cocidos, previo al envasado.

*g.100g^-1 **mg.100g^-1

En un estudio realizado por Granito et al. (2001b) a 10 variedades latinoamericanas de P. vulgaris, incluyendo variedades de semillas oscuras y claras, se reportaron valores de proteínas desde 22,5% a 30,8% en muestras cocidas y sin fermentar. Independientemente de las pequeñas diferencias originadas por los distintos procesos aplicados (fermentación, cocción, etc.), la composición química de los granos también es producto de las características genéticas de las variedades, del efecto de las condiciones del suelo, clima y demás factores ambientales tales como localización geográfica, estación de crecimiento y condiciones de cultivo, sin embargo, se podría sugerir para P. vulgaris un contenido de proteínas que oscila entre 20% y 30%Respecto a la fibra soluble e insoluble de los granos fermentados y cocidos se encontraron valores de 1,26 y 23,06 g.100g^-1, respectivamente. Granito et al. (2001a) reportaron valores de fibra soluble e insoluble de 3,26 y 28,59 g.100g^-1 para granos crudos. La disminución en los valores de la fibra soluble podría deberse a la utilización por parte de los microorganismos responsables de la fermentación natural de los componentes principales de la fibra soluble presentes en la variedad estudiada (Granito et al., 2001a), mientras que el incremento de la fibra insoluble podría ser atribuido a la formación de almidones resistentes tipo RS3 (almidón retrogradado) producto de los sucesivos procesos de calentamiento y enfriamiento a los que se sometieron las muestras (Granito et al., 2001b).

Desde el punto de vista de la nutrición humana, el calcio y el hierro son minerales de gran importancia (Latham, 2002), particularmente en Venezuela donde son considerados como "potencialmente" deficientes. Al respecto, es importante señalar que la biodisponibilidad de minerales, especialmente del hierro, presentes en alimentos de origen vegetal es inferior a la biodisponibilidad de los minerales presentes en alimentos de origen animal (Ghavidel y Prakash, 2007), sin embargo, cualquier aporte puede contribuir a incrementar la ingesta de estos micronutrientes y por tanto a mejorar la nutrición de quien los consuma. Analizando los resultados obtenidos (cuadro 1) y considerando una ingesta de 200g de granos de P. vulgaris fermentados y cocidos, se desprende que esta ración aportaría el 36% del requerimiento diario de calcio, establecido en 1000mg para la población venezolana (INN, 2000a), y el 67% y 36% de los requerimientos diarios de hierro y zinc.

En el cuadro 2 se presentan los resultados de pH, acidez y flora microbiana de los granos fermentados y cocidos, previo a su almacenamiento, y del agua donde fueron fermentados. Al analizar la flora microbiana del agua de fermentación se puede observar que la población predominante son los Lactobacillus sp, lo cual coincide con estudios previamente realizados (Granito y Alvarez, 2006).

Cuadro 2. Características químicas y microbiológicas del agua de fermentación y de los granos fermentados y cocidos previo a su almacenamiento (Tiempo 0).

*ufc.g^-1 **Estimado.

La fermentación natural es producida por los microorganismos presentes en los granos, los cuales provienen del suelo y de la manipulación a la que son sometidos antes de que lleguen a manos del consumidor. Adicionalmente, se determinó la presencia de coliformes totales, mohos y levaduras al final de las 48 horas de fermentación.

De acuerdo a los resultados obtenidos se podría inferir que Lactobacillus sp son los responsables de la fermentación ya que se encuentran en un orden de magnitud mayor que el resto de microorganismos presentes. De igual manera, el pH (4,07) y la acidez titulable (0,13) cuantificados en el agua de fermentación sugieren la presencia activa de bacterias ácido lácticas como responsables del proceso. Adicionalmente, la producción de ácido láctico por parte de estos microorganismos contribuye a que la flora acompañante no se incremente de manera significativa. Jay (2000) reporta que los coliformes pueden crecer en un intervalo de pH entre 4,4 y 4,9; de manera que la reducción de los microorganismos diferentes de Lactobacillus sp pudiese ser mayor extendiendo el tiempo de fermentación, incrementándose en consecuencia la concentración de ácido láctico a niveles no tolerables por dichas bacterias.

Estos resultados coinciden con los reportados por Granito y Álvarez (2006) quienes identificaron como responsables de la fermentación natural de una variedad negra de Phaseolus vulgaris, a Lactobacillus casei y Lactobacillus plantarum. Estos representaron el 36% del total de microorganismos encontrados en el agua, luego de 48 horas de fermentación cuando se alcanzó un pH final de 4,02. Por su parte, Zamora y Fields (1979) reportaron como responsables del proceso de fermentación natural (96 horas a 25°C) de variedades de frijol (Vigna sinensis) y garbanzo (Cicer arietinum) a Pediococcus sp, Lactobacillus casei y Lactobacillus plantarum. La presencia de Lactobacillus helveticus sólo se reportó en la fermentación de garbanzos.

Al tiempo 0 (cuadro 2), no se detectó presencia de microorganismos en los granos contenidos en los envases, probablemente debido al proceso de esterilización al que fueron sometidos antes del sellado. Las condiciones de esterilidad previa de los envases, el envasado en caliente y el sellado en condiciones asépticas se aplicaron como barreras para evitar el crecimiento de los microorganismos durante el tiempo de almacenamiento. El pH (5,1) y la acidez (0,16) del producto representan barreras adicionales para evitar su posible deterioro. Estos parámetros fueron monitoreados en el tiempo, ya que cualquier cambio podría sugerir la presencia de microorganismos y el consecuente deterioro del producto.

En el cuadro 3 se muestra el pH y la acidez titulable medidos durante el período de almacenamiento. A 30ºC el pH disminuyó significativamente (P<0,05) a los 15 días de almacenamiento, incrementándose luego a los 60 días a valores similares a los encontrados al inicio del almacenamiento. Paralelamente, la acidez titulable se incrementó significativamente (P<0,05) hasta el día 15, manteniéndose sin variaciones significativas (P>0,05) hasta finalizar el tiempo de almacenamiento. A 35ºC el pH se mantuvo constante hasta los 60 días de almacenamiento cuando se incrementó significativamente (P<0,05), en tanto que la acidez se mantuvo constante hasta los 30 días, incrementándose significativamente luego hasta los 60 días de almacenamiento.

Cuadro 3. pH y acidez titulable medidos durante el período del almacenamiento.

¹ Valores con diferentes letras minúsculas en una misma columna difieren significativamente (P<0,05)

²Valores con diferentes letras mayúsculas en una misma fila difieren significativamente (P<0,05)  

A 40ºC el pH no varió significativamente (P>0,05) durante el tiempo de almacenamiento; con respecto a la acidez hubo un aumento significativo (P<0,05) y constante durante todo el período de almacenamiento.

Kim et al. (2008) encontraron en kimchi, un alimento vegetal fermentado de origen koreano, almacenado en empaques de aluminio laminado de polietileno de baja densidad (Al-LDPE) y previamente sometido a tratamiento térmico (60ºC durante 30 min) un descenso del pH y aumento de la acidez durante el tiempo de almacenamiento (30 días a 35ºC). Este resultado fue indicativo de la sobrevivencia y crecimiento de microorganismos posterior al tratamiento térmico.

Por otra parte Fleming et al. (1983) indicaron que los vegetales fermentados son microbiológicamente estables durante el almacenamiento, siempre y cuando todos los azúcares sean removidos al ser convertidos en ácidos, alcoholes y otros productos durante la fermentación primaria de las bacterias ácidolácticas o levaduras. La fermentación incompleta de los azúcares durante el almacenamiento puede dar lugar a una fermentación secundaria efectuada por levaduras durante el almacenamiento. Al respecto es oportuno señalar que de acuerdo con los resultados obtenidos por Granito y Guerra (2005) al final del proceso de fermentación y cocción no se detectan los azúcares fermentables rafinosa, estaquiosa y sacarosa en P. vulgaris.

El estudio microbiológico realizado en el agua de almacenamiento, mostró crecimiento de mesófilos aerobios, coliformes totales y mohos y levaduras, sólo después de 45 días de almacenamiento por lo que se podría sugerir que la vida útil estimada es de 45 días (cuadro 4).

Cuadro 4. Determinaciones microbiológicas del agua de almacenamiento de los granos procesados.

La temperatura más favorable para el crecimiento microbiano resultó 40°C, temperatura cercana al óptimo de crecimiento para la mayoría de los microorganismos (37°C), sin embargo, no se observó crecimiento de Lactobacillus sp a ninguna de las temperaturas evaluadas.

Dado que los granos luego de la fermentación fueron sometidos a cocción, previo a su envasado y en los mismos no se detectó flora acompañante al inicio del estudio, se puede concluir que el crecimiento microbiológico observado fue producido por contaminación externa durante el tiempo de almacenamiento, resultado de un cierre no adecuado de los envases de vidrio. En virtud de lo anterior se sugiere para estudios posteriores un envasado al vacío donde se garantice la hermeticidad del cierre. 

*Estimado. **Incubado a 37°C. ***Incubado a 25°C

Tem = Temperatura

En relación al color instrumental de los granos no se observó cambio significativo (P>0,05) a las temperaturas utilizadas durante el tiempo de almacenamiento en los valores de a y b. Sin embargo, a los 45 y 60 días, a las tres temperaturas se detectó un incremento significativo (P<0,05) de la luminosidad (cuadro 5), lo que podría indicar desde el punto de vista de la seguridad y estabilidad del producto, una posible degradación química de pigmentos, efecto de actividad microbiana o pérdida de nutrientes (Kilcast y Subramaniam, 2000; Lamia y Moktar, 2003; García et al., 2008).

Cuadro 5. Determinaciones de color de los granos fermentados durante el almacenamiento.

Valores con diferentes letras minúsculas en una misma columna difieren significativamente (P<0,05)

Valores con diferentes letras mayúsculas en una misma fila difieren significativamente (P<0,05)

Conclusiones

La vida útil estimada para granos de P. vulgaris fermentados, cocidos, envasados en recipientes de vidrio y almacenados a temperatura ambiente fue de 45 días. Con este procedimiento se contribuye al incremento en la ingesta de P. vulgaris, al proveer al consumidor granos listos para el consumo que no producen flatulencia, además de diversificar su uso como ingrediente en otro tipo de preparaciones.

Literatura citada

1. APHA. Compendium of methods for microbiological examination of foods. 1992. 3° Edición. The American Public Health Association. Washington, DC.         [ Links ]

2. Association of Official Analytical Chemists. 1990. 15th edición. AOAC, Washington, DC.         [ Links ]

3. Bressani, R. 2002. Factors influencing nutritive value in food grain legumes: Mucuna compared to other grain legumes. p: 164-188. En: Food and feed from Mucuna: Current user and the way forward. Proceedings of an International Workshop 2002. Honduras.         [ Links ]

4. Champ, M. 2002. Grain legumes and health-a workshop in 2001. Grain Legumes. 35:13-14.         [ Links ]

5. Comisión Venezolana de Normas Industriales (COVENIN). 1981. Productos de cereales y leguminosas. Determinacion de acidez. Muestreo. COVENIN # 1787:1981. Ministerio de Fomento. Caracas.         [ Links ]

6. Desphande, S. 1992. Food legumes in human nutrition: a personal perspective. Food Sci. Nutr. 32(4):333-363.         [ Links ]

7. Fleming, H., R. McFeeters y R. Thompson. 1983. Test for susceptibility of fermented vegetables to secondary fermentation. J. Food Sci. 48:982-983.         [ Links ]

8. García, P., A. López y A. Garrido. 2008. Study of the shelf life of ripe olives using and accelerated test approach. J. Food Eng. 84:569-575.         [ Links ]

9. Ghavidel, R y J. Prakash. 2007. The impact of germination and dehulling on nutrients, antinutrients, in vitro iron and calcium bioavailability and in vitro starch and protein digestibility of some legume seeds. LWT. 40:1292-1299.         [ Links ]

10. Granito, M y L. Trujillo. 2004. Uso de Phaseolus vulgaris y Vigna sinensis como extensores de una bebida láctea fermentada. Arch. Latin. Nutric. 54 (1):23-31.         [ Links ]

11. Granito, M y G. Alvarez. 2006. Lactic acid fermentation of black beans (Phaseolus vulgaris): microbiological and chemicals characterization. J. Sci. Food Agric. 86:1164-1171.         [ Links ]

12. Granito, M. y J. Guinand. 2005. Chemical and sensorial characterization of cream spreads developed from fermented flours of Phaseolus vulgaris. INTRADFOOD 2005. Valencia, España. 1467-1470 p.         [ Links ]

13. Granito, M y M. Guerra. 2005. Phaseolus vulgaris bioprocesada: una nueva alternativa al consumo de leguminosas. Acta Cient. Venez. 55: 50-60.         [ Links ]

14. Granito, M., C. Michel, J. Frías, M. Champ y M. Guerra. 2005. Influence of fermentation on the nutritional value of two varieties of Vigna sinensis. Eur. Food Res. Tech. 220:176-181.         [ Links ]

15. Granito, M., J. Frías, R. Doblado, M. Guerra, M. Champ y C. Vidal-Valverde. 2001a. Nutritional improvement of beans (Phaseolus vulgaris). Eur. Food Res. Tech. 214: 226-231.         [ Links ]

16. Granito, M., J. Frías, R. Doblado, M. Guerra, M. Champ y C. Vidal-Valverde. 2002. Nutritional improvement of beans (Phaseolus vulgaris). Euro. Food Res. Tech. 214: 226-231.         [ Links ]

17. Granito, M., M. Champ, A. David, C. Bonnet y M. Guerra. 2001b. Identification of gas-producing components in different varieties of Phaseolus vulgaris by in vitro fermentation. J. Sci. Food Agric. 81:1-8         [ Links ]

18. Granito, M., M. Champ, M. Guerra y J. Frías. 2003. Effect of natural and controlled fermentation on flatus-producing compounds of beans (Phaseolus vulgaris). J. Sci. Food Agric. 83: 1004-1009.         [ Links ]

19. Granito, M., Y. Brito y A. Torres. 2007. Chemical composition, antioxidant capacity and functionality of raw and processed P. lunatus. J. Sci. Food Agri. 87:2801-2809.         [ Links ]

20. Hsu, H., D. Vavak, L. Satterlee y G. Miller. 1977. Multienzyme technique for estimating protein digestibility. J. Food Sci. 42(5): 1269-1273.         [ Links ]

21. Instituto Nacional de Nutrición (INN). 1999. Tabla de Composición de Alimentos. Nº 52. Serie cuadernos azules. Editorial Texto C.A. Caracas, Venezuela.         [ Links ]

22. Instituto Nacional de Nutrición (INN). 2000a. Valores de referencia de energía y nutrientes para la población venezolana. Nº 53. Serie Cuadernos azules. Editorial Texto C.A. Caracas, Venezuela.         [ Links ]

23. Instituto Nacional de Nutrición (INN). 2000b. División de Nutrición en Salud Pública. Encuesta de Seguimiento al Consumo de Alimentos (ESCA). Resultados 1996-1997. Datos no publicados. Caracas, Venezuela.         [ Links ]

24. Jay, J. 2000. Food and Modern Microbiology. p. 113-119. 6° edición. Aspen, Maryland.         [ Links ]

25. Kilcast, D. y P. Subramaniam. 2000. Introduction. p. 1-19. En: Kilcast, D., P. Subramaniam (Eds). The stability and shelf-life of food. CRC Press. Cambridge.         [ Links ]

26. Kim, J., J. Park, J. Lee, W. Kim, Y. Chung y M. Byun. 2008. The combined effects of N₂-packaging, heating and gamma irradiation on the shelf-stability of Kimchi, Korean fermented vegetable. Food control. 19:56-61.         [ Links ]

27. Lajolo, F., F. Finardi y E. Menezes. 1991. Amylase inhibitors in Phaseolus vulgaris beans. Food Technol. 9:119-121.         [ Links ]

28. Lamia, A. y H. Moktar. 2003. Fermentative decolorization of olive mill wastewater by Lactobacillus plantarum. Process Biochem. 39:59-65.         [ Links ]

29. Latham, M. 2002. Nutrición humana en el mundo en desarrollo. p. 109-118. Colección FAO: Alimentación y nutrición Nº 29. Roma.         [ Links ]

30. Messina, M. 1999. Legumes and soybeans: overview of their nutritional profiles and health effects. Am. J. Clin. Nutr. 70(3):439S-450S.         [ Links ]

31. Pereira, M., D. Jacobs, J. Pins, S. Raatz, M. Gross, J. Slavin y E. Seaquist. 2002. Effect of whole grains on insulin sensitivity in overweight hyperinsulinemic adults. Am. J. Clin. Nutr. 75:848-855.         [ Links ]

32. Prosky, L., N. Asp, E. Schweiser, J. Devries y Y. Furda. 1992. Determination of insoluble, soluble and total dietary fiber in foods and food product. Interlaboratory study. J Assoc Off Anal Chem 75:1017-1023.         [ Links ]

33. Rondón, E., E. Pacheco y F. Ortega. 2004. Estimación de vida útil de un análogo comercial de mayonesa utilizando el factor de aceleración Q₁₀. Rev. Fac. Agron. 21: 68-83.         [ Links ]

34. Zamora, A. y M. Fields. 1979. Nutritive quality of fermented cowpeas (Vigna sinensis) and chickpeas (Cicer arietinum). J. Food. Sci. 44: 234-236.         [ Links ]