Mecanismos de transmisión de algunos protozoos parásitos heteroxénicos.

Transmissión mechanisms of some parasitic heteroxenic protozoos.

Sandoval I¹, Juárez E², Rojas E³.

1. Centro de Investigaciones Parasitológicas "José Witremundo Torrealba", Núcleo Universitario "Rafael Rangel", Universidad de Los Andes, Trujillo, Venezuela.

2. Laboratorio de Control de Enfermedades Metaxénicas y Parasitarias, Núcleo Universitario "Rafael Rangel", Universidad de Los Andes, Trujillo, Venezuela.

RESUMEN

Analizamos una década de estudios realizados en el mundo de la Microbiología, con especial énfasis en los protozoos y mecanismos de transmisión por diferentes vías, contrastando los fenómenos biológicos que favorecen la ocurrencia de la interacción hombre-agente causal.

Palabras-clave: Hemoprotozoarios, protozoos parásitos, transmisión, vectores de protozoarios.

ABSTRACT

We analyze a decade of studies carried out in the world of the Microbiology with special emphasis in the protozoos and transmission mechanisms for different roads contrasting the biological phenomenons that favor the interaction man’s occurrence-causal agent.

INTRODUCCIÓN

En casi todos los grupos de seres vivos, animales y vegetales, existen especies que viven asociadas muy estrechamente a otros organismos; por lo general, estas especies carecen de algunos mecanismos para completar su metabolismo de modo independiente y necesitan compuestos químicos, casi siempre proteínas o enzimas, que sólo pueden obtener extrayéndolos de los tejidos de los otros organismos a los cuales parasitan.

Este fenómeno, además de conceptuar al parasitismo, permite distinguir a los organismos parásitos de otros que son depredadores. El depredador ingiere toda o parte considerable de su víctima y la digiere casi completamente; el parásito exige determinadas substancias que muchas veces son complejas, y compiten con su víctima por la utilización de tales compuestos.

Para que un parásito sobreviva es necesario que no destruya rápidamente a su víctima y pueda, además, pasar de un hospedador infectado hacia otro no infectado. Esto último se denomina transmisión.

La transmisión no es un simple traslado del parásito desde un hospedador infectado hasta otro sano; normalmente el parásito sufre dramáticos cambios en su "vector", cambios que a veces son más importantes, para su propia existencia como especie, que a los que ocurren en el hospedador más longevo.

La breve revisión actualizada que precede señala hechos importantes sobre los mecanismos de transmisión de algunos protozoos parásitos heteroxénicos patógenos para el hombre, como los pertenecientes a las familias Tripanosomatidae, Sarcocystidae, Haemoproteidae y Plasmodiidae, así como algunos protozoos transmitidos a través del ambiente.

Transmisión.

El parasitismo es en algunos casos una buena relación biológica tendiendo al comensalismo. Si por alguna razón ocurre un desequilibrio entre el parásito y el huésped, el agente extraño progresa expresando su ancestral patogenicidad ¹.

Para que un parásito invada distintos individuos hospedadores es necesario que pueda pasar desde la piel, entendiéndose por ello la dermis y sus anexos del hospedador, hacia el tubo digestivo del transmisor; esto es, que sea ingerido por el vector. Esta es una fase de transmisión. En otra fase, el parásito debe pasar desde el transmisor hasta el nuevo hospedador vertebrado. Mientras que en la fase anterior la hematofagia es lo esencial, en esta otra los mecanismos son más variados, y a veces complejos: la hematofagia, la vulneración de la barrera epidérmica y el acceso de un aparato picador a la dermis, al lecho capilar o a los pequeños vasos. La succión de sangre o de linfas puras o contaminadas con otras células de la dermis, es el evento más importante².

Tipos de transmisión en Tripanosomatidae.

Existe cierto número de mastigóforos estrechamente relacionados entre sí. Constituyen verdaderos tripanosomas, cuyas formas típicas son encontradas en la sangre de animales hospederos, vertebrados e invertebrados, como leptomonas, crítidias y hepertomonas, que tienen solamente hospederos invertebrados, en donde viven en su mayoría como parásitos intestinales; las leishmanias y los tripanosomas, que tienen hospederos vertebrados e invertebrados; y las fitomonas, que poseen un hospedero invertebrado y uno vegetal³.

En el huésped humano, el parásito leishmania se transforma de promastigoto a amastigoto, y se multiplica en las células del sistema fagocítico mononuclear, células que forman parte del sistema inmunológico y normalmente destruyen organismos extraños. Aunque algunas formas de leishmaniasis son autocurativas, la enfermedad se desarrolla cuando falla el sistema inmunológico para el control de la infección⁴. Los vectores son llamados "moscas de arena", y pertenecen al género Phlebotomus; en ellos solamente las hembras intervienen en la transmisión.

Los criterios de incriminación como transmisores son la demostración de que el flebótomo es antropofílico y el aislado e identificación repetidas de algunas especies de leishmania en el flebótomo iguales a los aislados de pacientes que reportaron la existencia de dos hembras de Lutzomyia pessoai y Lutzomyia misionensis infectadas en natural por Leishmania (Viannia) brasiliensis, ambiente causal de la leishmaniasis cutánea americana5. Sustenta estas observaciones la demostración de que el flebótomo comúnmente se alimenta sobre el huésped reservorio, que habita en lugares donde Leishmania sp. causa la enfermedad, que el parásito se desarrolle en el flebótomo, y que el flebótomo pueda transmitir el parásito por picadura. La abundancia aparente de las especies de flebótomos no es suficiente para incriminarlo como vector; algunas poblaciones de vectores parecen ser pequeñas, y a otras las vemos en ciertas estaciones, en cantidad suficiente como para mantener la circulación de la leishmania. Estas contradicciones, según en un trabajo realizado en Brasil, sugieren que aun la baja densidad de Lutzomyia sp. positiva para leishmania es evidencia suficiente para el desarrollo de la enfermedad en humanos ^4,5. Cuando los promastigotos son encontrados en flebótomos que no son antropofílicos, sugiere que ellos son responsables de la circulación del parásito entre el huésped reservorio y otra especie de flebótomos que transmita la leishmania del huésped reservorio al hombre⁶. Tal doble ciclo, sin embargo, es preciso que sea sustentado por extensos estudios sobre el comportamiento de los flebótomos comprometidos y de los porcentajes de infección de los tipos aislados de leishmania⁴.

El hallazgo de estos parásitos en hembras de flebótomos picadores de mamíferos, paridas, sugiere la existencia de relaciones tróficas con parásitos sanguícolas de los hospedadores vertebrados a los cuales pican ^4,5. La transmisión de Leishmania infantum es a través de la picadura de una hembra de Phlebotomus pernidosus naturalmente infectada. La infección en humanos de Leishmania sp. del viejo mundo muestra un desarrollo suprapilórico con migración a la parte anterior del canal alimenticio. Esto es característico de parásitos hematófagos. El parásito del subgénero Leishmania (Viannia) sp. se multiplica en el píloro y en el intestino posterior; tiempo después migra hacia adelante. En el desarrollo peripilórico se mantienen algunas características primitivas de los monoxénicos. Sauroleishmania en Sergentomyia completa su ciclo de vida dentro de la membrana peritrófica y el parásito es defecado con la sangre. La transmisión por picadura es imposible, porque el parásito no migra a las partes de la boca. Promastigotos de los túbulos de Malpighi y el píloro pueden ser eliminados con el fluido diurético, y la transmisión puede ocurrir por contaminación de la piel con los productos de excreción. Alternativamente, la infección puede resultar de la ingestión de flebótomos infectados por reptiles susceptibles⁷. Los promastigotos de Leishmania producen quitinasa, la cual causa desintegración del extremo anterior y membrana peritrófica, facilitando así el éxito de los promastigotos y la estabilización de la infección en la parte anterior del intestino medio^{4, 5, 8, 9}.

Se conoce desde hace más de 80 años que la saliva de los artrópodos chupadores de sangre contiene sustancias anticoagulantes. Hallazgo importante ha sido la demostración de la presencia en la saliva de la aspirasa, que degrada rápidamente tri- y dinucleótidos hasta mononucleótidos o fosfato libre, limitando de este modo la actividad plaquetaria aglutinante del AIP o del ADP, en donde se ha demostrado la posible influencia de un péptido, denominado maxidilán, que induce al eritema en la saliva de Lu. longipalpis, en la infección en humanos por Leishmania donovani chagasi^{10, 11}.

La presencia de promastigotos metacíclicos en el conducto hipofaríngeo de L. youngi experimentalmente infectada con Leishmania mexicana y Leishmania brasiliensis, sustenta el papel de la saliva en la inoculación de los parásitos. Se estudió el desarrollo de los parásitos Leishmania brasiliensis, Leishmania panamensis, Leishmanamazonensissis y Leishmania major, en el tubo digestivo de Lu. youngi por disección de insectos infectados experimentalmente y mantenidos en condiciones estables, distinguiéndose tres fases sucesivas: 1) diferenciación y crecimiento exponencial de promastigotos hasta 60 horas con su eliminación masiva fecal; 2) una fase estacionaria con adhesión flagelar a la cutícula estomodeal entre 60 y 120 horas post-infección; y 3) fase de metaciclogénesis, con invasión del conducto hipofaríngeo a partir del 5to. día. La presencia de metacíclicos muy móviles con largos flagelos en el conducto hipofaríngeo explica el mecanismo de transmisión^12-15.

Evidenciando el papel de la saliva en la enfermedad, se ha demostrado la existencia de un factor incrementador de la infectividad de cepas de Leishmania brasiliensis en el lisado de glándulas salivares de Lutzomyia youngi, evidenciándose posteriormente la presencia de promastigotos metacíclicos de Leishmania pifanoi en el conducto hipofaríngeo de Lutzomyia youngi, infectados experimentalmente por ingurgitación sobre lesiones tarsales de hámsteres. La formación del tapón faríngeo, cuya frecuencia parece estar relacionado con el éxito de la infección y a su vez con la colonización del conducto hipofaríngeo por los parásitos, tiene que ver de algún modo con el desarrollo de los promastigotos metacíclicos o con el mecanismo de transmisión1^6-19.

Se describe el papel de la saliva en los artrópodos chupadores de sangre. Para intentar imitar la biología de la transmisión natural se estableció un modelo de leishmaniasis cutánea en el ratón, que incluyó la inoculación de un número bajo de promastigotos metacíclicos de Leishmania major con glándulas salivares lisadas del vector natural dentro de la dermis de la oreja del ratón. Su exposición con la saliva del vector podría influenciar el éxito de su exposición para transmitir el parásito, y ellos validan una primera sugerencia de que el antígeno de la saliva puede ser un componente efectivo de una vacuna anti-leishmania^{20, 21}. En experimentos preliminares, los ratones fueron inmunizados con Leishmania major LPG, para obtener títulos altos de anticuerpos. Se señaló que el huésped vertebrado infectado puede inducir inmunidad bloqueando la transmisión. Los flebótomos dependen del azúcar derivada de las plantas como una fuente de energía. P. papatasi es capaz de obtener azúcar penetrando hojas y tallo, prescindiendo de todas estas fuentes inmediatas. Algunas sustancias que derivan de plantas (posiblemente lectinas) aparentemente son dañinas para el promastigoto de Leishmania major en el intestino de P. papatasi. Este fenómeno podría ser estudiado, a fin de determinar si la fuente de alimento de las plantas pueden ser manipuladas para influenciar la transmisión.²²

De acuerdo con el concepto básico la leishmaniasis tegumentaria americana, ésta es una zoonosis de animales silvestres, sobre todo de roedores, cuya transmisión depende en gran parte de especies de flebotominos.²³ Se reporta la ocurrencia concomitante existente de un ciclo selvático de leishmania cerca de la presencia del hombre, enfatizando el riesgo de transmisión para éste de dos diferentes especies de leishmania.²³ Se evaluó el modelo monkey (Macaca mulata) como huésped susceptible para la infección experimental por Leishmania (Viannia) brasiliensis.

Se encontró Lu. trinidadensis positiva para flagelados. En uno de esos especímenes fueron encontrados promastigotos con movimientos lentos en el intestino anterior e intestino medio. En el hámster, uno de esos aislados produjo un tumor e inflamación en el sitio de inoculación, contando un largo número de histiocitos y amastigotos. El curso de la infección se desconoce.^{24, 25} Se evaluó la infección natural de Lutzomyia ovallesi con Leishmania brasiliensis, su alto grado de antropofilia y sus relativos porcentajes de infección. Se identificó y examinó la genitalia de las diferentes especies encontradas: Lu. ovallesi, Lu. trinidadensis, Lu. lichyi, Lu. gomezi, Lu. rangeliana, Lu. puntigeniculata, Lu. marajoensis, Lu. evansi, Lu. atroclavata y Lu. beaupertuyi.

Lu. ovallesi estaba infectada con flagelados en 21 de estos especímenes; los promastigotos estaban asentados en el intestino anterior (esófago y faringe), intestino medio e intestino posterior (píloro). En el intestino anterior y en el intestino medio las formas se movían activamente, mientras que en el píloro formaban rosetas. Cada una de las 21 inoculaciones en el hámster desarrolló granuloma en el sitio de inoculación, con histiocitos y un número moderado de amastigotos. El curso de la infección es, sin embargo, desconocido. Lu. ovallesi se alimenta principalmente de las perezas, osos hormigueros y armadillos²⁶. Los autores consideran Lu. ovallesi como el posible vector de Leishmania brasiliensis en esa región.²⁷ Ellos describen el desarrollo poblacional promastigoto de Leishmania pifanoi en Lu. youngi experimentalmente infectada bajo condiciones constantes de temperatura y humedad. Reconocen dos etapas para la diferenciación y el crecimiento del parásito, entre las 2 y 120 horas de vida del parásito. La ingestión de amastigotos de Leishmania pifanoi por Lu. youngi junto con la sangre del hospedador, conduce a la diferenciación hasta promastigoto, cuya fase de crecimiento exponencial dentro del estómago, con o sin membrana peritrófica intacta, y a juzgar por el número de formas en división, concluye hacia las 96 horas. Entre las 24 horas y las 96 horas después de la ingesta, los flebótomos excretan gotitas fecales blancas con uratos, gotas oscuras, restos de hemina y gotas transparentes conteniendo glucosa. Entre las 60 y 96 horas, en las gotitas de los dos últimos tipos se eliminan promastigotos grandes y monomórficos. La eliminación fecal de promastigotos en exceso, el final de la digestión de la sangre, es una fase obligada del desarrollo de Leishmania pifanoi en un vector.

Cambios epidemiológicos y ambientales han favorecido la transformación de la historia natural de la leishmaniasis, y se han comprobado la actividad hematofágica de los vectores en condiciones urbanas.^{25, 28}

Tripanosomas y leishmania son los principales causantes de enfermedad en humanos. La distribución de los parásitos está determinada por su modo de transmisión. La leishmania es transmitida por flebótomos, T. cruzi por un insecto reduvídeo y T. brucei por la mosca tse-tsé^{29, 30} Los tripanosomas africanos se transmiten por moscas picadoras pertenecientes al género Glossina, comúnmente conocidas como mosca tse-tsé. La transmisión se efectúa mediante un método cíclico, en el cual el parásito pasa por un desarrollo complejo en la mosca antes de convertirse en infeccioso. En la glándula salival continúan su desarrollo, cambiando por último a formas metacíclicas, que son inyectadas en los tejidos junto con la saliva. En la sangre del huésped, los parásitos se multiplican por división binaria y son polimorfos, mostrando formas finas, intermedias y gruesas. El movimiento del parásito se realiza en la dirección del flagelo. En la tripanosomiasis americana, la infección humana por T. cruzi, las formas metacíclicas expulsadas con las heces del insecto penetran en la corriente sanguínea, y desde ahí llegan al músculo cardíaco del humano. Una vez dentro de éste, cambian a la forma amastigota, epimastigota y tripanosómica. Las formas tripanosómicas pueden reinvadir el músculo cardíaco. En el insecto vector el proceso es diferente; el parásito se transforma en epimastigoto antes de convertirse en metacíclico.

La capacidad del vector para propagar el patógeno depende no sólo de su capacidad intradomiciliar, sino también la posibilidad de ofrecer un adecuado ambiente para el desenvolvimiento del parásito. Es bien conocido que el T. cruzi sufre cambios en las distintas partes del tracto intestinal del vector; esto puede estar influenciado por muchos factores, tales como la ingestión sanguínea y la inanición. Estudiando la capacidad vectora de las diferentes especies de triatominos, demostraron que la presencia de tripimastigotos en el recto puede ser de extrema importancia en la diseminación del parásito, observando que T. infestans es el grupo más eficiente para generar más formas metacíclicas, seguido de R. prolixus y T. lectuaria.^{6, 31} La actividad de sialidasa, enzima requerida para la alimentación, encontrada en grandes cantidades en el lumen las glándulas salivales de T. infestans, y que afectaría la coagulación de la sangre, inflamación o cualquier otro proceso homeostático en el mamífero durante la picadura del insecto, ha sido descrita para clasificar algunos aspectos bioquímicos de la transformación.³²

El más importante mecanismo de transmisión de T. cruzi en el área rural es la contaminación por las heces del vector, que vive en las paredes y techos de las viviendas rurales, generalmente ranchos hechos de barro y hojas de palma.^{2, 10, 33} En áreas urbanas, donde no existe el vector, las principales vías son la transfusional^{12, 13} y la transplacentaria;^{12, 13, 34} posteriormente, en un trabajo realizado sobre ausencia de transmisión neonatal y protección de anticuerpos maternos en infecciones experimentales con T. cruzi en el D. marsupialis,^{24, 35} se observó que los patrones de parasitemia comienzan solamente después de que los anticuerpos de origen materno comenzaban a declinar; este ejemplo les sugirió que, en la naturaleza, los anticuerpos maternos del D. marsupialis pueden servir como protección al nacido durante el período de maduración de mecanismos intrínsecos envueltos en el control de la infección por T. cruzi.

Se ha comprobado la transmisión oral de la enfermedad por contaminación de alimentos con secreciones de marsupiales infectados con triatominos triturados,^{24, 35} a través de órganos plantados de donantes chagásicos y por contaminación en los laboratorios.^{36, 37} Se describió, en las I Jornadas de Prevención y Control de Infecciones, el caso de una transmisión accidental en el laboratorio, por la succión de una pipeta con un empaquetado de flagelados de T. cruzi.³⁸ Previenen, en un trabajo realizado en áreas urbanas de Caracas, Venezuela, sobre el posible papel de D. marsupialis, como reservorio primario de T. cruzi, al observar una invasión parasitaria significativa de las estructuras genito-urinarias, considerándolo como una posible alternativa de ruta de transmisión del parásito.

El parásito es liberado con las heces del triatomino, en la forma infectante de tripomastigoto. Con el rascado de la piel después de la picadura se facilita su ingreso al organismo, a través de pequeñas escoriaciones.³⁸ Posteriormente el parásito penetra a los macrófagos de los tejidos sub-dérmicos. En esta penetración tiene papel fundamental la trans-sialidasa o neuraminidasa del parásito, que le permite atravesar las membranas³⁹ y entrar al citoplasma, desde donde pasa al amastigoto y origina nuevos tripomastigotos, causa ruptura celular, liberación de formas infectantes a la sangre e invasión sistémica, incluyendo el miocardio y otros órganos, donde se repite el proceso de destrucción celular. En estas secuencias hay ocasión para que el antígeno del T. cruzi origine anticuerpos y sensibilice células específicas del sistema inmune, como los linfocitos TCD4 y CD8, planteado por diferentes autores.^{40, 41}

El mecanismo de transmisión en el vertebrado⁴² se inicia cuando los tripanosomas en su forma metacíclica, contenidos en las heces de los triatominos, penetran a través de la piel de la mucosa del individuo. La metaciclogénesis en T. cruzi ocurre naturalmente en el insecto vector, donde los epimastigotos se adhieren a la superficie del intestino antes de la diferenciación de los tripomastigotos. La acumulación de nutrientes en reservosomas usados como fuente de energía durante la diferenciación celular⁴³, y la adhesión al sustrato por T. cruzi, son causadas por el estrés nutricional; el suplemento con nutrientes inhibe la adhesión, revierte la metaciclogénesis y sustenta el crecimiento del epimastigoto, según estudios realizados^{44, 45} Proponen un mecanismo de transmisión y riesgo, como una herramienta para entender la dinámica transmisión por vectores del T. cruzi, y el uso de un índice entomológico, para entender el riesgo y los mecanismos de transmisión para enfermos de chagas.⁴⁴

Tripanosoma rangeli es un parásito, no patógeno para humanos, de una variedad de mamíferos domésticos y silvestres, los cuales pueden compartir insectos triatominos como vectores, algunas veces en infecciones mixtas con T. cruzi⁴⁴. Ambos tripanosomas difieren, considerando sus estudios evolutivos, en sus patrones de desarrollo en el insecto, en el modo de transmisión y en algunos marcadores bioquímicos y moleculares. T. rangeli, después de la ingesta por el R. prolixus, se divide activamente en el intestino del hemíptero, transformándose en formas epimastigotas. Estas epimastigotas invaden la cavidad general del Rhodnius y las glándulas salivales, en cuyas cavidades se transforman en tripomastigotas metacíclicas. En las glándulas salivales se tornan infectantes cerca de 10 a 15 días después del establecimiento de la infección en la hemolinfa; la transmisión ocurre por la picadura del insecto, siendo los tripomastigotes metacíclicos inoculados en el hospedero vertebrado cuando el hemíptero succiona la sangre.⁴⁴

Tripanosomatidae pertenecientes al género Leishmania, Endotrypanum y Trypanosomas han sido aislados en varias ocasiones de flebotominos, pero pocos reportes existen sobre presumidos parásitos monoxénicos aislados de esos huéspedes.⁴⁶ Presentaron un trabajo caracterizando dos aislados obtenidos de Lutzomyia ayrozai que presentan rasgos característicos morfológicos de una Leptomona sp.

La primera cartografía de tracto digestivo del vector natural de Fasciatus oncopeltus con Leptomonas fue hecha por Mchee y Hanson en 1962.^{30, 41} Han mostrado infección natural del tracto digestivo de Fasciatus oncopeltus con Leptomonas sp. Observaron los parásitos muy cerca del epitelio intestinal, unos atados a él, otros libres en la porción distal del intestino medio, y en la porción proximal del intestino posterior. En el lumen del intestino posterior, los parásitos son libres, y en los excrementos se observaron algunas leptomonas.

Las Phytomonas pueden ser definidas como parásitos promastigotos que carecen de aruginasa e infectan plantas e insectos. Han sido conocidas como parásitos de plantas lactíferas, excepto Cassava, y patógena para algunas palmas. Varias especies de insectos fitófagos, principalmente Hemiptera, han sido implicadas como vectores, y comprobada la transmisión por picadura y la presencia inequívoca de tripomastigotos metacíclicos bien diferenciados en las glándulas salivales y en la saliva.^{23, 45, 47} Reportaron resultados preliminares de la interacción P. dadivi y P. staheli con cultivos de células de Aedes albopictus, mostrando así que estas células pueden ser un buen sustrato para aislar Phytomonas.

Tipos de transmisión de Sarcocystidae, Haemoproteidae y Plasmodiidae.

Entre los Sporozoea, la transmisión ocurre mediante la penetración de esporozoitos a través del tegumento externo en forma pasiva durante la succión de sanguijuelas, o por la mucosa digestiva durante la ingestión de microdepredadores infectados.^{23, 45, 46} Han resumido los hallazgos de Apicomplexa en Phlebotominae, señalando la presencia de Ascogregarina chagasi, originalmente descritos como Monocystis chagasi,⁴⁸ en Lutzomyia longipalpis.⁴⁷ Estudiaron con microscopía de luz y electrónica el desarrollo de Hepatozoon moscassini de serpientes en Aedes aegypti y señalan la formación de esporoquistes maduros a los 17 días de la infección.

Recientemente³² han señalado la presencia de Hepatozoon sp. (Sporozoea: Haemogregarinidae) en Lutzomyia youngi y en Lu. lichyi (Diptera: Phlebotominae). El hallazgo de un Hepatozoon sp. en la cavidad general de Lu. youngi y de Lu. lichyi picadores del hombre, capturados en un mismo cafetal, sugiere, por una parte, que su hospedador sea un mismo mamífero con hábitos insectívoros o tal vez algún ave, y por la otra, su desarrollo completo es una medida de la expectativa de vida de ambas especies de Lutzomyia, probablemente mayor de 15 días. Esporozoitos de Hepatozoon octosporel de Mabuya carinata se desarrollan a los 13-14 días en Ophionyssus sp. El hallazgo de estos parásitos en hembras de flebótomos picadores de mamíferos, paridas, sugiere la existencia de relaciones tróficas con parásitos sanguícolas de los hospedadores vertebrados a los cuales pican.

Toxoplasma gondii es un protozoo apicomplexa con un ciclo de vida complejo, que implica felinos y animales de sangre caliente. De alta prevalencia, la infección es usualmente asintomática, excepto en los ojos, infecciones intrauterinas o en pacientes inmunosuprimidos. La infección es transmitida principalmente por la ingestión de oocistos en vegetales crudos o aguas contaminadas con heces de gato o quistes presentes en alimentos de origen animal sometidos a poco cocimiento, como los provenientes de la carne y la leche.²⁰ Los parásitos pasan por el proceso de la gametogonia solamente en los felinos domésticos. Las etapas infecciosas son los esporozoitos, cistozoitos y endozoitos que, al ser ingeridos, penetran en las células epiteliales de los intestinos. El toxoplasma difiere de otros coccidios porque su desarrollo extraintestinal puede producirse también simultáneamente con la fase intestinal. La transmisión tipo persona-persona puede tener lugar por vía placentaria, dando origen a la toxoplasmosis congénita^{20, 23}.

Los parásitos pertenecientes al género Plasmodium poseen un ciclo asexuado de desenvolvimiento en vertebrados, ciclo endógeno o esquizogónico, y otro sexuado en el mosquito, ciclo exógeno o esporógonico. Todas las especies de plasmodios que parasitan al hombre son transmitidos por vectores del género Anopheles.^{3, 19, 14} Cuando un mosquito anofeles infectado pica a una persona sana, los esporozoitos pasan con la saliva del mosquito a la circulación sanguínea humana, llegando hasta el hígado, donde se reproducen asexualmente; esta fase de la infección por el parásito se denomina pre-eritrocítica. Se originan así los esquizontes, que a su vez, por división y segmentación, producen los merozoitos. Estos merozoitos pasan a la corriente sanguínea, atacando a los glóbulos rojos. En este punto comienza la fase eritrocítica del desarrollo de los parásitos. Los merozoitos se reproducen por mitosis dentro de los eritrocitos hasta que rompen la membrana de éstos. Los merozoitos que se liberan atacan de nuevo a otros eritrocitos, en los que se reproducen asexualmente (producción agámera). Una vez que un determinado porcentaje de eritrocitos ha sido atacado y lisado se producen los típicos signos de malaria.^{18, 26, 49}

Después de ser inoculados por el Anopheles, los esporozoitos de P. vivax permanecen en la sangre durante media hora. De la sangre pasan a las células parenquimatosas del hígado, donde se dividen para formar los esquizontes pre-eritrocíticos. Antiguamente se creía que de P. vivax los merozoitos liberados de los esquizontes pre-eritrocíticos reinvadían nuevas células hepáticas, produciendo etapas exoeritrociticas secundarias, y que la entrada de merozoitos en la sangre a partir de las etapas secundarias era la causa de las recidivas. En la actualidad parece admitirse que la recidivas se deben a la distinta velocidad de desarrollo de los esquizontes pre-eritrocíticos, lo que daría lugar a formas precoces y tardías. Para P. falciparum, los esporozoitos salidos de la glándula salival del mosquito se desarrollan en las células hepáticas y expulsan merozoitos a la corriente sanguínea. Algunos merozoitos de la sangre se transforman en gametocitos que, al ser absorbidos por el mosquito, inician su desarrollo en el intestino medio. En la infección por P. falciparum no existen recidivas de infección. Por lo tanto, se cree que los esporozoitos se desarrollan uniformemente, produciendo esquizontes pre-eritrocíticos al mismo tiempo, y que estos esquizontes, una vez formados, descargan simultáneamente todos los merozoitos; es decir no se mantiene latente, como P. vivax.

En muchas regiones de la cuenca del Sur del Amazonas, el Anopheles responsable de la transmisión de malaria es desconocido.^{26, 49} Recientemente describió que más del 90% de los casos reportados de malaria en el Amazonas son transmitidos por las especies Nyssorhynchus, específicamente An. darlingi, demostrando esta especie ser más antropofílica y endofílica que las otras especies encontradas. Las glándulas salivales del mosquito hembra están directamente envueltas en el mecanismo de transmisión de parásitos de la malaria a los huésped vertebrados. Los esporozoitos infectantes permanecen en estas glándulas hasta que se inyectan en la piel del vertebrado durante una ingesta sanguínea. Han demostrado que los esporozoitos de las glándulas salivares son mucho más infectivos que los esporozoitos derivados del mismo mosquito.²⁶ Describen que la malaria es transmitida por un mosquito del género Anopheles y que otra posible causa se relaciona con el agua: agua estancada, mucha lluvia y charcas. Describen 3 casos complicados de malaria por Plasmodium falciparum transmitida por transfusión sanguínea en los Estados Unidos.²⁶ Han estudiado la prevalencia y la densidad de la parasitemia en sangre periférica, placenta y cordón umbilical de mujeres atendidas en Malawi, demostrando así estas vías de contaminación de la enfermedad.

Protozoarios transmitidos a través del ambiente.

Las infecciones transmitidas a través del ambiente han sido desde siempre uno de los principales problemas de salud pública; su transmisión se debe principalmente al consumo de alimentos y agua contaminada, aunque algunos parásitos se transmiten por contacto con el suelo. En los países en vías desarrollo las enfermedades infecciosas son la mayor causa de morbilidad y mortalidad.^{23, 45} Los microorganismos que se transmiten a través del aguas son bacterias, virus y protozoarios; éstos incluyen amebas, flagelados, coccidias y ciliados.

En diversos estudios epidemiológicos se ha demostrado la importancia de Cryptosporidium y Giardia como causante de desórdenes gástricos. Fueron éstos los enteroparásitos más comúnmente encontrados; actualmente, el control del primero de ellos es considerado como prioridad para las empresas de suministro de agua potable. Inicialmente se consideró a la criptosporidiosis como una zoonosis que se adquiriría por la vía animal-hombre, pero ahora se reconoce que puede transmitirse hombre-hombre. La carencia de un huésped con un potencial zoonótico alto y la autoinfección hacen de la epidemiología de la criptosporidiosis única entre las coccidiosis.

Las características presentes en Cryptosporidium determinan su transmisión; éstas son: ooquistes resistentes a las condiciones ambientales, numerosos reservorios potenciales, transmisión persona-persona, transmisión a través del agua, alta resistencia a los desinfectantes, entre otras. Cryptosporidium es considerado el protozoo parásito más importante en la industria del suminissro de agua potable. Los análisis estadísticos han demostrado una correlación entre ooquistes de Cryptosporidium y quistes de Giardia; esto demuestra la posibilidad de una misma fuente de contaminación.^{23, 45, 46} Así mismo, las condiciones socioeconómicas de los huéspedes facilitan la transmisión y la reinfección.⁴⁶

Considerando las amebas infecciosas para el hombre, mencionaremos la Entamoeba histolytica, ya que es un parásito muy común en los trópicos; su virulencia varía en forma considerable. Puede vivir como comensal en la luz del intestino grueso o invadir los tejidos del huésped. La infección se produce por ingestión de un quiste maduro del parásito. Si se ingiere el trofozoíto, éste se desintegra en el estómago, sin producir infección. Sólo los quistes son capaces de sobrevivir en el medio externo. Los quistes, maduros o inmaduros pueden ser expulsados con las heces. Los quistes inmaduros tienen la posibilidad de madurar en el medio externo y convertirse en infecciosos. Los trofozoitos no se enquistan fuera del organismo y no son infecciosos.⁴⁶

Naegleria y Acanthamoeba son amebas de vida libre que se encuentran en el suelo y el agua en muchas partes del mundo; se han registrado infecciones humanas adquiridas durante la práctica de la natación.^{23, 45, 46} La principal diferencia de Naegleria comparado con Acanthamoeba, es que puede desarrollarse en una etapa flagelada, cuando se halla en contacto con el agua. El flagelado se transforma de nuevo en la forma amebiode antes del enquistamiento. La Acanthamoeba se multiplica en el suelo y en el agua, y sólo por accidente resulta infectado el ser humano. Los quistes de paredes gruesas soportan la desecación y pueden ser dispersados en el medio ambiente por el viento.

CONCLUSIONES

En el desarrollo de la presente revisión sobre los mecanismos de transmisión de algunos protozoos parásitos que invaden alternativamente a dos distintos hospedadores tróficamente relacionados y que aprovechan estas interacciones para dispersarse en las poblaciones de hospedadores, hemos encontrado que en algunos casos estos mecanismos dependen de las características del vector, en otros es regulada por los mecanismos de defensa del huésped; es decir, si la inmunidad es totalmente efectiva no hay transmisión, y que en otros casos es regulada por la población de hospedadores.

Una de las características del parasitismo es la especificidad de asociación, que siempre ocurre en especies determinadas. En el hombre, el parasitismo es consecuencia de la interrelación con el medio ambiente y de influencias hereditarias.

El éxito del parasitismo está regulado por los transmisores. La actividad trófica es fundamental para el fenómeno de transmisión del agente patógeno y del desarrollo del parásito. La supervivencia del parásito dependerá de su capacidad para invadir nuevos hospedadores; estos comportamientos, complementados con la evolución, epidemiología y genética de la población, nos permite definir estrategias más adecuadas de prevención y control.

BIBLIOGRAFÍA:

1. Alvar J, Desjeux P. LElSHMANlA AS AN OPPORTUNISTIC PARASITE. WHO Collaborating for Center Leishmaniasis. Centro Nacional de Micobiologia. Instituto de Carlos III. Madrid. Spain. WHO. Geneva. Switzerland, 1992.        [ Links ]

2. Shikanai MA, López M, Tolezano J, et al. DOENCIA DE CHAGAS AGUDA. VIAS DE TRANSMISSAO, ASPECTOS CLINICOS E RESPOSTA A TERAPEUTlCA ESPECIFICA EM CASOS DIAGNOSTICADOS EM UN CENTRO URBANO. Rev Inst Med Sao Paolo, 32: 16-27, 1990.        [ Links ]

3. Armstrong JS, Beier JC. ISLATION OF INTACT MITOCHONDRIA FROM SALIVARY GLAND PREPARATlONS OF ANOPHELES STEPHENSI MOSQUITOES AND THE MONITORING OF MITOCHONDRIAL, ENERGY METABOLISM IN INFECTED AND UNIFECTED INSECTS. Supplement to The American Journal of Tropical Medicine and Hygiene, Vol. 59. Numer 3, 1998.        [ Links ]

4. Bonfante-Garrido R, Urdaneta R, Urdaneta I, Alvarado J. NATURAL INFECTION OF LUTZOMYIA TRINIDADENIS (DIPTERA: PSYCHODIDAE) WITH LEISHMANIA IN BARQUISIMETO, VENEZUELA. Mem. Inst. Oswaldo Cruz; Río de Janeiro, Vol.85 (4), 1990.        [ Links ]

5. Bonfante-Garrido, R; Urdaneta, R; Urdaneta, I. & Alvarado, J.- NATURAL INFECTION OF LUTZOMYIA OVALLESI (DIPTERA. PSYCHODIDAE) WITH LEISHMANIA IN DUACA, LARA STATE, VENEZUELA. Transactions of the Royal Society of Tropical, Medicine and Higiene. 85, 61, 1991.        [ Links ]

6. Catala S, Las Morales G, et al. TRYPANOSOMA CRUZI. TRANSMISIÓN. RIESGO. UNA HERRAMIENTA PARA ENTENDER LA TRANSMISION VECTORIAL, Mem Inst. Oswaldo Cruz, Vol. 91, 1996.        [ Links ]

7. Dost CK, Santello FD, Toldo MPA, Levy AMA, Albuquerque S, Prado Jr JC. SUSCEPTIBILITY OF DIFFERENT SPECIES OF TRIATOMlNES TO A WILD STRAIN OF TRYPANOSOMA CRUZI. Mem. Inst. Owaldo Cruz, Río de Janeiro, VoI. 93, Suppl II, 1998.        [ Links ]

8. Sacks D, Kamhawi S, Modi G, Rowton E, Ribeiro J, Belkaid Y. NATURAL MODELS OF CUTANEOUS LEISHMANIASIS: EFFECTS OF LOW DOSE, SAND FLY SALIVA, AND SALIVA PRE-EXPOSURE ON LEISHMANIA MAJOR INFECTlON IN THE MOUSE EAR DERMlS. Mem. Inst. Oswaldo Cruz, Río de Janeiro, Vol. 93, Suppl II, 1998.        [ Links ]

9. Da Silva VO, Gomes EM, Machado FC, Otero ACS, Luz KG, Pirrnez C, Fernández O, Palatnik de Sousa CB. LA TRANSMISIÓN DE KALA-AZAR POR LA TRANSFUSIÓN DE SANGRE EN AREAS ENDÉMICAS. Mem Inst Oswaldo Cruz. Vol. 91, 1996.        [ Links ]

10. González M, Kroeger A, Meyer R. MALARIA EN NICARAGUA ¿UNA LUCHA PARA GANAR? 1ra. edición, Ministerio de Salud, SILAIS, Chinandenga, Nicaragua, 1996.        [ Links ]

11. Hall BF. TRYPANOSOMA CRUZI MECHANISMS FOR ENTRY INTO HOST CELLS. Semin. Cell. Biol. 4: 323-33, 1993.        [ Links ]

12. Herrera L, Urdaneta-Morales S. DIDELPHIS MARSUPIALIS: A PRIMARY RESERVOIR OF TRYPANOSOMA CRUZI IN URBAN AREAS OF CARACAS, VENEZUELA. Protozoological Abstracts. Vol. 17. No.7, 1993.        [ Links ]

13. Jansen A, Madeira F, Deane M. TRYPANOSOMA CRUZI INFECTION IN THE OPOSSUM DIDELPHIS MARSUPIALIS: ABSENCE OF NEONATAL TRANSMISSION AND PROTECTION BY MATERNAL, ANTIBODIES IN EXPERIMENTAL INFECTIONS. Mem Inst. Oswaldo Cruz. Rio de Janeiro, Vol 89(1), 1994.        [ Links ]

14. Kampf C, Marinotti O. CARACTERIZACION DE GENES DE LAS GLANDULAS SALIVALES DE ANOPHELES DARLINGI. Mem Inst Oswaldo Cruz. Vol 91, 1996.        [ Links ]

15. Killick-Kendrick. PHLEBOTOMINE VECTORS OF THE LEISHMANIASES: A REVIEW. Vetereniry Entomology. 4: 1-24, 1990.        [ Links ]

16. Knechtli R, Jenni L. EXPERIMENTAL TRANSMISSION OF LEISHMANIA INFANTUM BY THE BITE OF PHLEBOTOMUS PERNICIOSUS FROM SWITZERLAND. Acta Tropica, 47: 213-216, 1990.        [ Links ]

17. Lima JBP, Horosko S. LA DISTRIBUCION ESTACIONAL Y LOS MODELOS PUNZANTES DE ANOPHELES EN MATO GROSSO NORTEÑO, BRAZIL. Mem Inst. Oswaldo Cruz, Vol. 91, 1996.        [ Links ]

18. Miguens FC, Da Cunha M, Gomes RA, Keller DG, De Souza W. INTERACTION OF PHYTOMONAS SP. WITH AEDES ALBOPICTUS CELL CULTURE. Mem. Inst. Oswaldo Cruz, Rio de Janeiro, Vol. 93, Suppl II, 1998.        [ Links ]

19. Miranda JC, Reis E, Schriefer A, Reis M, BarraI-Netto M, Carvalho Barral A. INCIDENCE OF LEISHMANIASIS CASES IN AND ENDEMIC AREA CQRRELATES WITH FREQUENCY OF INFECTED PERIRESIDENCIAL LUTZOMYIA SP. Mem Inst Oswaldo Cruz, Río de Janeiro. Vol 93, Suppl II, 1998.        [ Links ]

20. Mayrbaurl-Borges M, Cardoso RPA, Araujo Fo OF, Andrade Jr HF. TOXOPLASMA GONGII AND SURVIVAL AND INFECTIVITY OF ME-49 STRAIN CYST IN ARTIFICIALLY INFECTED BOVINE MILK. Mem. Inst. Oswaldo Cruz, Río de Janeiro. Vol 93, Suppl II, 1998.        [ Links ]

21. Mungai MW, Kachur SP, Tegmeier GE, Pienniazek NJ, Slemenda SB, Parise ME. TRANSFUSION - TRANSMITED MALARIA IN THE UNITED STATES. Supplement to the American Journal of Tropical Medicine and Hygiene, Vol 59, No 3, 1998.        [ Links ]

22. Nieves E, Pimenta PFP. DEVELOPMENT OF LEISHMANIASIS BRAZILIENSIS AND L. AMAZONENSIS INFECTIONS IN THE SANFLY LUTZOMYIA MIGONEI. Mem Inst Oswaldo Cruz, Río de Janeiro. Vol II, 1998.        [ Links ]

23. Pessôa. PARASITOLOGÍA CLÍNICA. 11ª EDITION. Editora Guanabara Koogan S.A. Río de Janeiro, 1996.        [ Links ]

24. Ribeiro J. SENSED AND SENSITIVITY: THE ROLE OF SALIVA IN BLOOD SUCKING BY ARTHROPODS, OR WHY THEY SPIT ON US. Mem. Inst. Oswaldo Cruz, Río de Janeiro. Vol. 93. Suppl. II, 1998.        [ Links ]

25. Rojas E, Scorza, JV. LEISHMANIA BRAZILIENSIS: AISLAMIENTO DE LESIONES POR INOCULACION DE HÁMSTERES CON O SIN ADICIÓN DE LISADO DE GLANDULAS SALIVALES DE LUTZOMYIA YOUNGI. Rev. Saúde Pública, 29(1): 1-5, 1995.        [ Links ]

26. Rogerson SJ, Mhango C, Chaluluka E, Qongwane C, Tembenu R, Molyneux ME. MALARIA IN PREGNANCY IN BLANTYRE MALAWI: A 12 MONTH SURVEY. Supplement to the American Journal of Tropical Medicine and Hygiene, Vol 59. No 3, 1998.        [ Links ]

27. Rojas E. METACICLICOS DE LEISHMANIA PP. EN LA HIPOFARINGE DE LUTZOMYIA YOUNGI TRANSMISOR DE LEISHMANIASIS CUTANEA EN VENEZUELA. Bol Dir Malar y San Amb Vol. XXXI, No1-4, 1991.        [ Links ]

28. Rojas E, Scorza JV, Espinoza A. EXCRECION DE PROMASTIGOTOS DE LEISHMANIA PIFANOI POR LUTZOMYIA YOUNGI EXPERIMENTALMENTE INFECTADA. Rev. Saúde Pública, 29(6): 496-502, 1995.        [ Links ]

29. Rojas E, Scorza JV. PRESENCIA DE NECTOMONADAS METACÍCLICAS DE L. PIFANOI EN LA HIPOFARINGE DE LUTZOMYIA YOUNGI Y LA INGESTIÓN DE AZÚCARES. Rev Saúde Pública, 30(3): 240-7, 1996.        [ Links ]

30. Romeiro A, Attias M, De Souza W. TRAZADO DE LOS SITIOS DE INFECCION DE LEPTOMONAS SP. EN TRACTO DIGESTIVO DE SU VECTOR NATURAL EL FASCIATUS ONCOPELTUS. Mem Inst Oswaldo Cruz, Río de Janeiro. Vol 91, 1996.        [ Links ]

31. Carrrasco H. LA ENFERMEDAD DE CHAGAS AGUDA UNA ENDEMIA QUE RESURGE. Avances Cardiológicos. Vol. 17. No.2, 1997.        [ Links ]

32. Schlein, Killick-Kendrick, Lane, Molyneux, Sacks, Fryauff. CHITINASE PRODUCED BY PROMASTIGOTES. Parassitologia 33 (Suppl. 1), 1991.        [ Links ]

33. Figueiredo RCQ, Rosa DS, Soares, MJ. NUTRITONAL STRESS REGULATES ADHESION TO SUBSTRATE AND METACYCLOGENESIS IN TRYPANOSOMA CRUZI. Mem. Inst. Oswaldo Cruz, Río de Janeiro, Vol. 93 Suppl, II, 1998.        [ Links ]

34. Recacoechea M, Rivero A. CHAGAS AGUDO Y SUS VÍAS DE TRANSMISIÓN. Bol Inf CENETROP. 15: 1-9, 1993.        [ Links ]

35. Rogeiro A, Schenkman. TRITOMA INFESTANS SIALIDASE PRESENTE EN LA GLANDULA SALIVAL Y SE SUELTA EN EL HUÉSPED MAMÍFERO DURANTE LA MORDEDURA DEL INSECTO. Mem. Inst. Oswaldo Cruz, Río de Janeiro. Vol 93, 1998.        [ Links ]

36. Silva OS, Grunewald J. NATURAL INFECTION OF LUTZOMYIA PESSOAI AND LU. MISIONENSIS BY LEISHMANIA BRAZILIENSIS S.L IN RIO GRANDE DO SUL, BRAZIL. Mem. Inst. Oswaldo Cruz, Río de Janeiro. Vol 93. Suppl II, 1998.        [ Links ]

37. Soares RPP, Pimenta PFP. ATTACHMENT OF TRYPANOSOMA RANGELI TO DIFFERENT PARTS OF THE GUT AND SALIVARY GLANDS OF RHODNIUS PROLIXUS. Mem. Inst. Oswaldo Cruz, Río de Janeiro. Vol 93. Suppl II, 1998.        [ Links ]

38. Scorza JV. INFECCIONES PARASITARIAS EN EL LABORATORIO, EPIDEMIOLOGÍA. I Jornadas de Prevención y Control de Infecciones. Caracas, 1998.        [ Links ]

39. Solarte Y. PROTOZOARIOS TRANSMITIDOS A TRAVÉS DEL AGUA. Seminario Especial, 1998.        [ Links ]

40. Sousa MA, Almeida RF, Santos SM, Sá-Xavuer C. ON THE DIFFERENTIATION BETWEEN TRYPANOSOMA RANGELI AND TRYPANOSOMA CRUZI BY COMPLEMENT SENSITIVY: VARIABLE BEHAVIOR OF T. RANGELI CULTURE STAGE IN THIS TEST. Mem. Inst. Oswaldo Cruz, Río de Janeiro. Vol 93. Suppl II, 1998.        [ Links ]

41. Souza MA, Barrett TV, Naiff RD, Branco DCB, Sá-Xavuer C, Santos SM, Cysne L, Brandâo A. LEPTOMONAS SP. ISOLATED FROM THE SANDFY LUTZOMYIA AYROZAI (DIPTERA: PSYCHODIDAE). Mem. Inst. Oswaldo Cruz, Río de Janeiro. Vol 93. Suppl II, 1998.        [ Links ]

42. Tarleton RI, Sun J, Zhang L, Pstan M. DEPLETION OF T-CELL SUBPOPULATION RESULT IN EXARCEBATlON OF MYOCARDITIS AN PARASITISM IN EXPERIMENTAL CHAGAS DISEASE. Infec Inmunol, 62: 1820-9, 1994.        [ Links ]

43. Teva A, Oliveira-Neto MP, Amaral VF, Silva AJ, Pereira MS, Carvalho-PaesL, Coutinho SG, Pirmez C. LElSHMANIA (VIANNIA) BRAZILIENZIS EXPERIMENTAL INFECTIONS IN THE ASIAN RHESUS MONKEYS (MACACA MULATTA). Mem. Inst. Oswaldo Cruz, Río de Janeiro. Vol 93. Suppl II, 1998.        [ Links ]

44. Toaldo CB, Sousa MA, Steindel M, Tavares CC. TRYPANASOMA RANGELI: INTRA-SPECIFIC VARIABILITY AS ANALYZED BY PULSED-FIELD GEL ELECTROPHORESIS AND LOCALIZATION OF HOUSEKEEPING GENES. Mem Inst Oswaldo Cruz, Río de Janeiro. Vol 93. Suppl II, 1998.        [ Links ]

45. Tolezano JE, Taniguchi, Bisugo MC, Araujo MFL, Cunha EA, Elias CR, Larosa R. OCURRENCE OF NATURAL LEISHMAMA (VIANNIA) INFECTION IN PROECHIMYS IHERINGI IN ENDEMIC AREA OF HUMAN AND CANINE AMERICAN CUTANEOUS LEISHMANIASIS DUE TO LEISHMANIA (VIANNIA) BRAZILIENSIS IN ILHABELA, SAO PAULO, BRAZIL. Mem Inst Oswaldo Cruz, Río de Janeiro. Vol 93. Suppl II, 1998.        [ Links ]

46. Zaman V. ATLAS DE PARASITOLOGÍA CLÍNICA. 2ª edición. Editorial Médica. Panamericana S.A. Buenos Aires, 1998.        [ Links ]

47. Scorza JV, Rojas E. HEPATOZOON SP. (APICOMPLEXA: HEPATOZOIDAE) EN LUTZOMYIA SP. (DIPTERA: PHLEBOTOMINAE) INFECTADAS NATURALMENTE. Bol Dir Malar y San Amb Vol XXXV, Supl 1: 305-310, 1995.        [ Links ]

48. Sacks Ashford, Killick-Kendrick, Molyneux. TRANSMISSION-BLOCKING INMUNITY. Parassitologia 33 (Suppl. 1), 1991.        [ Links ]

49. Rosa-Freitas M, Lourenço-de-Oliveira R, Carvalho-Pinto C, Flores-Mendoza C, Fernandes T, Sliva-do-Nascimento. ANOPHELINE SPECIES COMPLEXES IN BRAZIL. CURRENT KNOWLEDGE OF THOSE RELATED TO MALARIA TRANSMISSION. Mem. Inst. Oswaldo Cruz, Río de Janeiro. Vol. 93. (5): 651-655, 1998.        [ Links ]