Giampapa Brucato*, María Graziella**, Iselen Esther Trujillo Díaz* y Maira Oropeza C.**
* Profesor. Universidad Nacional Experimental Simón Rodríguez. Centro de Estudios de Agroecología Tropical. Apdo. 47925. Caracas 1010. Venezuela. E-mail: jarn1234@telcel.net.ve
** Profesores. Universidad Central de Venezuela. Facultad de Ciencias. Centro de Botánica Tropical. Apdo. 47114. Caracas 1041. Venezuela. E-mail: mariagraziellabrucato@yahoo.com / moropeza@ciens.ucv.ve
RESUMEN
Lepidium virginicum L., es una planta usada popularmente debido a sus múltiples propiedades farmacológicas, medicinales y por presentar acción contra ciertos parásitos. La micropropagación de L. virginicum L., se estableció a partir del cultivo de microesquejes de plantas de 3 meses de edad mantenidas en condiciones de vivero. Los microesquejes fueron cultivados en medios Murashige y Skoog MS suplementados con: Medio A: 1 mg l-1 BA, Medio B: 1 mg l-1 BA+ 1 mg l-1 ANA, Medio C: 2 mg l-1 BA + 1 mg l-1 ANA y un medio control sin hormonas. Todos los medios utilizados permitieron la iniciación, multiplicación y enraizamiento de los explantes para la micropropagación de esta especie. A los 30 días de haberse iniciado el cultivo de microesquejes se obtuvo un promedio de 1,87 brotes/explantes. Las vitroplantas presentaron raíces con una longitud promedio de 2,4-3,2 pulgadas, las mismas se presentaron a partir de los 15 días de iniciado el cultivo. En los explantes cultivados en los medios suplementados con hormonas se observa la proliferación de callo.
Palabras clave: Lepidium sp.; cultivo “in vitro”; microesquejes.
Micropropagation of lepidium virginicum l. from microcuttings
SUMMARY
Lepidium virginicum L., plants are frequently used because they have numerous pharmacological and medicinal properties and they act against parasites. To establish micropropagation of L. virginicum L., 3 month-oldplants from greenhouse were used as microcutting sources. These microcuttings were cultured on MS (1962) medium supplemented with: A: 1 mg l-1 BA, B: 1 mg l-1 BA + 1 mg l-1ANA, C: 2 mg l-1 BA + 1 mg l-1 ANA. A control medium without plant hormones was also used. Initiation, multiplication and rooting of explants were observed on these media. After 30 days the average number of shoots per explant was 1,87. The average length of plantlets after 15 days was 2,4-3,2 inches. The explants cultured on media supplemented with hormones showed callus proliferation.
]]> Key Words: Lepidium sp.; in vitro culture; microcuttings.RECIBIDO: febrero 20, 2006.
INTRODUCCIÓN
Lepidium virginicum L., es una planta que pertenece a la familia: Brassicaceae, anteriormente denominada Cruciferae. Grainge y Ahmed (1988); Calzada et al., (2003) señalan que L. virginicum tiene actividad contra ciertos parásitos. Kozel (1991); Lindorf (2001); Lampe y Peterson (2002) establecen que la planta es utilizada para combatir múltiples enfermedades. Debido a las propiedades que presenta esta planta, se evidencia la importancia de establecer un sistema eficiente de propagación vegetativa para esta especie.
MATERIALES Y MÉTODOS
Los microresquejes de L. virginicum L., se obtuvieron a partir de plantas de tres meses de edad mantenidas en condiciones de vivero. Estas plantas fueron asperjadas dos veces por semana durante dos semanas con un fungicida de uso comercial marca Horticol® (10 mg l-1). El medio de cultivo que se utilizó fue el de Murashige y Skoog 1962 (MS), enriquecido con vitaminas: tiamina (5 mg l-1), mio-inositol (100 mg l-1), sacarosa (30 g l-1), suplementado con: Medio A: 1 mg l-1 BA, Medio B: 1 mg l-1 BA+ 1 mg l-1ANA, Medio C: 2 mg l-1 BA + 1 mg l-1ANA. El agente gelificante utilizado fue agar (8 g l-1), pH 5.8. Treinta explantes fueron incubados en el cuarto de crecimiento a 25 ± 1 ºC bajo luz blanca fluorescente continua. Los explantes fueron sub-cultivados a medio fresco cada 21 días. La eficiencia del sistema de regeneración ¨in vitro¨ establecido fue medida por el índice de formación de brotes (Trujillo, 1994); los cálculos se efectuaron a los 30 y 60 días de haberse iniciado el cultivo.
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
Los explantes cultivados en los diversos medios de cultivo desarrollaron plantas (Figura 1). Luego de haber transcurrido quince días del cultivo las vitroplantas tenían una longitud promedio de 5 cm. Debe señalarse que un balance hormonal entre auxina y citoquinina en el medio de cultivo es necesario para la formación de plantas a partir de yemas. El Cuadro muestra los resultados del índice de formación de brotes para cada uno de los diferentes tratamientos aplicados. En este Cuadro se observa que los valores de los índices de formación de brotes para el segundo sub-cultivo, son menores que los correspondientes al primer período de sub-cultivo.
CUADRO. Influencia de los medios de cultivo en el Nº de brotes/ explante formados a los 30 días (1er sub-cultivo) y a los 60 días (2do sub-cultivo).
]]>| Tratamientos | Índice de formación de brotes | |
|---|---|---|
| 1er sub-cultivo 2do sub-cultivo | ||
| Control(Sin hormonas) A (1 mg l-1 BA) B (1 mg l-1 BA + 1 mg l-1 ANA) C(2 mg l-1 BA + 1 mg l-1 ANA) | 1,8 1,87 1,70 1,6 | 1,73 1,80 1,6 1,53 |
Esto pudo ser debido a que algunos explantes sufrieron un proceso de clorosis y perdieron su capacidad de respuesta. Orellana (1998) señaló que el balance auxina/citoquininas es determinante para el coeficiente de multiplicación, por lo que al lograr un balance adecuado es posible alcanzar elevadas tasas de proliferación aumentando la efectividad del método de micropropagación.
Los resultados muestran que en el medio de cultivo control y en el medio de cultivo con 1 mg l-1 de BA se origina la mayor proliferación de brotes, mientras que la adición de una auxina junto con esta citoquinina disminuye la formación de los mismos.
Para los 30 explantes cultivados no fue necesaria la utilización de medios para la inducción de raíces, debido a que trascurridos treinta días del cultivo, se formaron raíces en todos los tratamientos. El tiempo de formación de raíces para cada medio de cultivo fue el siguiente: A, 20 días; B, 23 días; C, 30 días y para el control fue de 15 días. Esta variación en los tiempos de aparición de las raíces puede ser debida a la concentración endógena de auxina presente en las vitroplantas. Además, durante el proceso de micropropagación se observó que existe un alto porcentaje de formación de callo en los medios A, B, y C. Así mismo, se observó la formación de raíces a partir de estos callos a los 33 días de cultivo (Figura 2).
BIBLIOGRAFÍA
]]>1. CALZADA, F., E. BARBOSA and R. CEDILLO-RIVERA. 2003. Antiamoebic activity of Benzyl glucosinolate from Lepidium virginicum. Phytotherapy Research 17:618–619. [ Links ]
2. GRAINGE, M. and S. AHMED 1988. Handbook of plants with pest control properties. New York, John Wiley Sons. 470 p. [ Links ]
3. KOZEL, C. 1991. Guía de medicina natural. Editorial de la misión “la verdad presente”. Décima octava edición. Colombia. 998 p. [ Links ]
4. LAMPE, J. and S. PETERSON. 2002. Brassica, biotransformation and cancer risk: genetic polymorphisms alter the preventive effects of cruciferous vegetables. Journal of Nutrition 132:991-994. [ Links ]
5. LINDORF, H. 2001. Un botánico francés en la Venezuela del siglo VIII. Acta Botánica Venezuelica 24:203-214. [ Links ]
6. MURASHIGE, T. and F. SKOOG. 1962. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue culture. Physiology Plant 13:473-479. [ Links ]
7. ORELLANA, P. 1998. Propagación vía organogénesis In: Pérez Ponce (Ed). Propagación y mejora genética de plantas por biotecnología. Instituto de Biotecnología de las Plantas. Cuba. [ Links ]
8. TRUJILLO, I. 1994.Aplicación de técnicas biotecnológicas en el mejoramiento genético del género Musa. Universidad Central de Venezuela. Caracas. [ Links ] ]]>