<?xml version="1.0" encoding="ISO-8859-1"?><article xmlns:mml="http://www.w3.org/1998/Math/MathML" xmlns:xlink="http://www.w3.org/1999/xlink" xmlns:xsi="http://www.w3.org/2001/XMLSchema-instance">
<front>
<journal-meta>
<journal-id>0004-0622</journal-id>
<journal-title><![CDATA[Archivos Latinoamericanos de Nutrición]]></journal-title>
<abbrev-journal-title><![CDATA[ALAN]]></abbrev-journal-title>
<issn>0004-0622</issn>
<publisher>
<publisher-name><![CDATA[Sociedad Latinoamericana de Nutrición]]></publisher-name>
</publisher>
</journal-meta>
<article-meta>
<article-id>S0004-06222012000200014</article-id>
<title-group>
<article-title xml:lang="es"><![CDATA[Caracterización de semillas de linaza (Linum usitatissimum L.) cultivadas en Venezuela]]></article-title>
</title-group>
<contrib-group>
<contrib contrib-type="author">
<name>
<surname><![CDATA[Ostojich Cuevas]]></surname>
<given-names><![CDATA[Zoitza]]></given-names>
</name>
<xref ref-type="aff" rid="A01"/>
</contrib>
<contrib contrib-type="author">
<name>
<surname><![CDATA[Sangronis]]></surname>
<given-names><![CDATA[Elba]]></given-names>
</name>
<xref ref-type="aff" rid="A01"/>
</contrib>
</contrib-group>
<aff id="A01">
<institution><![CDATA[,Universidad Simón Bolívar Laboratorio de Análisis de Alimentos ]]></institution>
<addr-line><![CDATA[Caracas ]]></addr-line>
<country>Venezuela</country>
</aff>
<pub-date pub-type="pub">
<day>00</day>
<month>06</month>
<year>2012</year>
</pub-date>
<pub-date pub-type="epub">
<day>00</day>
<month>06</month>
<year>2012</year>
</pub-date>
<volume>62</volume>
<numero>2</numero>
<fpage>192</fpage>
<lpage>200</lpage>
<copyright-statement/>
<copyright-year/>
<self-uri xlink:href="http://ve.scielo.org/scielo.php?script=sci_arttext&amp;pid=S0004-06222012000200014&amp;lng=en&amp;nrm=iso"></self-uri><self-uri xlink:href="http://ve.scielo.org/scielo.php?script=sci_abstract&amp;pid=S0004-06222012000200014&amp;lng=en&amp;nrm=iso"></self-uri><self-uri xlink:href="http://ve.scielo.org/scielo.php?script=sci_pdf&amp;pid=S0004-06222012000200014&amp;lng=en&amp;nrm=iso"></self-uri><abstract abstract-type="short" xml:lang="es"><p><![CDATA[En los últimos años se ha promovido el consumo de linaza (Linum usitatissimum L.) como alimento funcional por sus beneficios a la salud, atribuibles principalmente a su contenido de ácidos grasos omega-3, lignanos, y fibra dietaria. En este estudio se evaluó la calidad microbiológica, composición química y las propiedades antioxidantes de la semilla de linaza cultivada en Venezuela y se comparó con una variedad canadiense de amplia venta en el país. Se determinaron coliformes totales, mohos y levaduras, S. aureus, y esporulados de los géneros Bacillus (aerobios) y Clostridium (anaerobios), humedad, grasas, proteínas, fibra dietética total, soluble e insoluble, mucílago, minerales, perfil de ácidos grasos, contenido de HCN equivalente, aw, color, polifenoles y propiedades antioxidantes como Eficiencia Antirradical (EA), concentración de antioxidante necesario para disminuir la concentración inicial en 50 % (EC50) y el tiempo necesario para alcanzar la EC50 (TEC50). Se determinaron diferencias significativas en la composición de las semillas, resaltando su elevado contenido de grasa, proteínas, ácido alfa-linolénico y fibra dietaria. Se observaron diferencias en el contenido de mucílago, pero no en el de fibra soluble, insoluble y total. La concentración de HCN equivalente en ambas semillas es del orden de 40 mg/100 g, lo cual no representa riesgos a la salud, si se consideran sus formas de consumo. La linaza venezolana contiene mayor contenido de polifenoles que la canadiense, pero la capacidad antioxidante de esta última es mayor; ambas tienen una EA calificada como media (TEC50>30 min).]]></p></abstract>
<abstract abstract-type="short" xml:lang="en"><p><![CDATA[Characterization of flaxseed (Linum usitatissimum L.) grown in Venezuela. In recent years, the consumption of flaxseed (Linum usitatissimum L.) has been promoted as a functional food for its health benefits, mainly attributable to its content of omega-3 fatty acids, lignans and dietary fiber. This study evaluated the microbiological quality, chemical composition and antioxidant properties of flaxseed grown in Venezuela and compared them to the values of a Canadian variety widely sold in the country. Total coliforms, molds and yeasts, S. aureus and sporulated of the genera Bacillus (aerobic) and Clostridium (anaerobic), moisture, fat, protein, total dietary fiber, soluble and insoluble, mucilage, minerals, fatty acid profile, equivalent HCN content, aw, color, polyphenols and antioxidant properties, like antiradical efficiency (AE), concentration of antioxidant needed to decrease the initial concentration by 50 % (EC50) and the time required to reach the EC50 (TEC50) were evaluated. Significant differences in seed composition were determined, where its high content of fat, protein, alfalinolenic acid and dietary fiber stand out. Differences were observed in the mucilage content, but not in soluble, insoluble and total fiber content. Equivalent HCN concentration in both seeds is in the order of 40 mg/100 g, which poses no health risks, considering their consumption patterns. Venezuelan flaxseed contains higher content of polyphenols than the Canadian does, but the antioxidant capacity of the latter is higher; both have an EA rated as average and a slow reaction time (TEC50> 30 min).]]></p></abstract>
<kwd-group>
<kwd lng="es"><![CDATA[Linaza]]></kwd>
<kwd lng="es"><![CDATA[polifenoles]]></kwd>
<kwd lng="es"><![CDATA[capacidad antioxidante]]></kwd>
<kwd lng="en"><![CDATA[Flaxseed]]></kwd>
<kwd lng="en"><![CDATA[polyphenols]]></kwd>
<kwd lng="en"><![CDATA[antioxidant capacity]]></kwd>
</kwd-group>
</article-meta>
</front><body><![CDATA[ <p align="center"><b><font face="Verdana" color="#221E1F">Caracterización de  semillas de linaza (Linum usitatissimum L.) cultivadas en Venezuela</font></b></p>     <p align="center"><b><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">Zoitza  Ostojich Cuevas, Elba Sangronis</font></b></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">Laboratorio de  Análisis de Alimentos, Universidad Simón Bolívar, Caracas, Venezuela.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F"><b>RESUMEN</b>.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">En los últimos  años se ha promovido el consumo de linaza (Linum usitatissimum L.) como alimento  funcional por sus beneficios a la salud, atribuibles principalmente a su  contenido de ácidos grasos omega-3, lignanos, y fibra dietaria. En este estudio  se evaluó la calidad microbiológica, composición química y las propiedades  antioxidantes de la semilla de linaza cultivada en Venezuela y se comparó con  una variedad canadiense de amplia venta en el país. Se determinaron coliformes  totales, mohos y levaduras, S. aureus, y esporulados de los géneros Bacillus  (aerobios) y Clostridium (anaerobios), humedad, grasas, proteínas, fibra  dietética total, soluble e insoluble, mucílago, minerales, perfil de ácidos  grasos, contenido de HCN equivalente, aw, color, polifenoles y propiedades  antioxidantes como Eficiencia Antirradical (EA), concentración de antioxidante  necesario para disminuir la concentración inicial en 50 % (EC50) y el tiempo  necesario para alcanzar la EC50 (TEC50). Se determinaron diferencias  significativas en la composición de las semillas, resaltando su elevado  contenido de grasa, proteínas, ácido alfa-linolénico y fibra dietaria. Se  observaron diferencias en el contenido de mucílago, pero no en el de fibra  soluble, insoluble y total. La concentración de HCN equivalente en ambas  semillas es del orden de 40 mg/100 g, lo cual no representa riesgos a la salud,  si se consideran sus formas de consumo. La linaza venezolana contiene mayor  contenido de polifenoles que la canadiense, pero la capacidad antioxidante de  esta última es mayor; ambas tienen una EA calificada como media (TEC50&gt;30 min).</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F"><b>Palabras  clave</b>: Linaza, polifenoles, capacidad antioxidante.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F"><b>SUMMARY</b>.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F"> Characterization of flaxseed (Linum usitatissimum L.) grown in Venezuela. In  recent years, the consumption of flaxseed (Linum usitatissimum L.) has been  promoted as a functional food for its health benefits, mainly attributable to  its content of omega-3 fatty acids, lignans and dietary fiber. This study  evaluated the microbiological quality, chemical composition and antioxidant  properties of flaxseed grown in Venezuela and compared them to the values of a  Canadian variety widely sold in the country. Total coliforms, molds and yeasts,  S. aureus and sporulated of the genera Bacillus (aerobic) and Clostridium (anaerobic),  moisture, fat, protein, total dietary fiber, soluble and insoluble, mucilage,  minerals, fatty acid profile, equivalent HCN content, aw, color, polyphenols and  antioxidant properties, like antiradical efficiency (AE), concentration of  antioxidant needed to decrease the initial concentration by 50 % (EC50) and the  time required to reach the EC50 (TEC50) were evaluated. Significant differences  in seed composition were determined, where its high content of fat, protein,  alfalinolenic acid and dietary fiber stand out. Differences were observed in the  mucilage content, but not in soluble, insoluble and total fiber content.  Equivalent HCN concentration in both seeds is in the order of 40 mg/100 g, which  poses no health risks, considering their consumption patterns. Venezuelan  flaxseed contains higher content of polyphenols than the Canadian does, but the  antioxidant capacity of the latter is higher; both have an EA rated as average  and a slow reaction time (TEC50&gt; 30 min).</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F"><b>Key words</b>:  Flaxseed, polyphenols, antioxidant capacity.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">Recibido:  03-03-2012 Aceptado: 13-06-2012</font></p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p align="justify"><b><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">INTRODUCCIÓN</font></b></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">La semilla de  lino, mejor conocida como linaza, es una oleaginosa de origen mediterráneo,  considerada hasta hace poco como una “oleaginosa industrial” por sus múltiples  usos diferentes al de la alimentación. Sin embargo, variados estudios que  muestran su valor nutritivo han despertado el interés de la industria de  alimentos y del consumidor (1, 2). La linaza posee un elevado contenido de  grasa, fibra y proteínas, así como un aceite, rico en ácidos grasos omega 3 y un  considerable contenido de lignanos con efectos beneficiosos sobre la regulación  hormonal y en la prevención de enfermedades como el cáncer y la diabetes (3, 4).  Además, la linaza contiene compuestos polifenólicos, que le confieren una alta  capacidad antioxidante. Sin embargo, también se ha contemplado la posibilidad de  que durante el procesamiento de la linaza se generen compuestos tóxicos como  glucósidos cianogénicos (5).</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">El consumo de  linaza en Venezuela depende de una importación costosa y comúnmente es utilizada  más como una medicina casera, pero varios artículos de divulgación en diferentes  medios de comunicación han resaltado sus múltiples propiedades beneficiosas a la  salud, tanto preventivas como curativas, sobre todo si la incorporamos a nuestra  dieta diaria. Ello ha despertado el interés tanto del consumidor como de la  industria y se están elaborando panes, barras energéticas, cereales para  desayuno y galletas con linaza como ingrediente, tanto a nivel artesanal como  industrial, lo que conlleva a mejorar el contenido de proteínas, fibra y perfil  de ácidos grasos de los productos desarrollados (6).</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">El cultivo de  linaza es climáticamente viable en Venezuela, en el estado Mérida existen  pequeños cultivos que generan aproximadamente 150 kg de semillas/año.  Considerando que la composición de la linaza varía con el ambiente, suelo y  condiciones de cultivo, y que no existen antecedentes de estudios previos en  Venezuela al respecto, es interesante estudiar la variedad de linaza producida  localmente a fin de fomentar su cultivo, disminuir la dependencia de la  importación de semilla canadiense, incentivar su investigación, explotar su  potencial como ingrediente en la industria de alimentos y aprovechar al máximo  sus beneficios como alimento funcional. La comparación con linaza canadiense es  válida ya que es la variedad que se importa y consume en Venezuela. El consumo  de dicha semilla en el país es en forma cruda, lo que requiere una buena calidad  microbiológica que garantice su inocuidad al consumidor. Por lo tanto, el  objetivo de este estudio fue evaluar la calidad microbiológica, la composición  química y las propiedades antioxidantes de la linaza (Linum usitatissimum L)  cultivada en el Estado Mérida, Venezuela y compararla con la semilla canadiense.</font></p>     <p align="justify"><b><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">MATERIALES Y  MÉTODOS</font></b></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">Muestras: la  linaza canadiense (de color pardo-rojiza) fue adquirida en el comercio local,  mientras que la cultivada en Venezuela (de color dorado) se obtuvo directamente  de su productor, en el sector “El Morro” de la ciudad de Mérida (Edo. Mérida).  Se analizaron 2 cosechas de linaza venezolana (Cosecha I: Mayo 2005. Cosecha II:  Mayo 2006), ya que la baja calidad microbiológica de la primera generó su  descarte y se muestreó una segunda cosecha El muestreo utilizado fue de tipo  aleatorio simple (7). El tamaño inicial del sublote para ambos tipos de semillas  fue aproximadamente 12 kg, y la muestra final 3 kg. La linaza cultivada en  Mérida se limpió manualmente de impurezas visibles como ramas, hojas, restos de  cápsulas y pequeñas piedras. las muestras se almacenaron en recipientes de color  oscuro y bajo refrigeración hasta su análisis.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F"><b>Análisis  microbiológico</b>: Se determinaron coliformes totales, mohos y levaduras,  Staphylococcus aureus, y microorganismos productores de esporas de los géneros  Bacillus (aerobios) y Clostridium (anaerobios). Para coliformes totales y  fecales se utilizó la técnica del número mas probable (NMP), con caldo Lauril  Sulfato (Hi-Media) y Bilis Verde Brillante (Merck) en el caso de los coliformes  totales y caldo EC (Merck) para los de origen fecal. Los tubos se incubaron a 35  ºC (totales) y a 44,5 ºC (fecales) por 24 - 48 h. (8). Para mohos y levaduras se  empleó Agar Papa Dextrosa o PDA (Merck), previa adición de ácido tartárico (14  mL/L), y siembra en profundidad (9). Para S. aureus se utilizó agar Baird Parker  BP (BBL™), adicionado de solución de yema de huevo al 40 % y telurito de potasio  al 3,5 %, con siembra en superficie o por agotamiento con las diluciones 10-1 y  10-2. Las colonias sospechosas se inocularon por separado en caldo cerebro  corazón (Merck) a 35 ºC por 24 h para su enriquecimiento y se les determinó su  capacidad coagulasa positiva en solución de plasma de conejo (10). Para los  esporulados aerobios se utilizó Agar Dextrosa Peptona de Caseína (Merck), con  púrpura de bromocresol como indicador y siembra en profundidad incubadas por  24-72 h a 35 ºC. El recuento presuntivo de Bacillus cereus se hizo en agar Yema  de huevo Polimixina Rojo Fenol, con un periodo de incubación de 24 h a 37 ºC, su  presencia se confirmó con tinción Gram y pruebas bioquímicas. Para los  esporulados anaerobios se utilizaron los medios Reinforced Clostridial Agar RCA  (BBL™) con polimixina B (0,02g/L), y el agar Triptona Sulfito Neomicina TSN (Merck),  específico para la detección y enumeración de Clostridium perfringens. Para la  siembra en agar RCA se utilizaron las diluciones 10-1 y 10-3 con incubación de 7  días a 35 ºC. Se enumeraron las colonias con coloración crema o amarillo pálido.  Las placas con agar TSN se incubaron por 24-48 h a 35 ºC, siendo las colonias  presuntivas de C. perfringens de color negro, su presencia se confirmó con  pruebas bioquímicas, previa recuperación de las colonias presuntivas tomadas del  agar TSN en caldo tioglicolato por 24 h a 37 ºC (9). A las colonias obtenidas en  ambos medios, se les realizó tinción Gram. Para la determinación de esporas  aerobias y anaerobias se calentó la dilución madre de la muestra a 94 ºC por 15  min (11).</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">Todos los  análisis microbiológicos se realizaron por triplicado.</font></p>     <p align="justify"><b><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">Análisis  químicos y físicos</font></b></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F"><b>Humedad</b>:  según el método 925.40 (12).</font></p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F"><b>Proteínas</b>:  se determinó el porcentaje de nitrógeno por el método de Kjeldahl (13), en la  muestra desgrasada. Se calculó el porcentaje de proteínas (N x 6,25) (5, 14).</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F"><b>Grasa</b>:  la extracción fue semicontinua en equipo Soxhlet con hexano grado técnico como  solvente, método 920.39 (12).</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F"><b>Cenizas</b>:  por incineración completa de la muestra a 500ºC, según método 923.03 (12).</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F"><b>Minerales</b>:  se determinó el contenido de sodio, potasio, magnesio, calcio, hierro, fósforo,  cinc, cromo, cobre, manganeso y selenio, utilizando el método de emisión atómica  con plasma acoplado inducido (ICP), en un equipo marca GBC modelo Integra XL  2001. Las condiciones de trabajo del equipo fueron: Flujo de argón: 0,5 L/min;  altura de la fuente: 6 mm; plasma: 12,0 L/min; gas auxiliar: 0,5 L/min.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F"><b>Fibra  dietaria</b>: se siguió el método enzimáticogravimétrico 985.29 (12). Se  diferenciaron la fibra soluble y la insoluble.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F"><b>Mucílago</b>:  se utilizó el método propuesto por Bhatty (14). La cuantificación del mucílago  se realizó por gravimetría, la evaporación del extracto bajo vacío a 60 ºC para  evitar la carbonización del mucílago.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F"><b>Perfil de  ácidos grasos</b>: se separó la grasa con cloroformo/ metanol (15), a  temperatura ambiente y oscuridad en muestra recién molida. El solvente se  evaporó a 30ºC. La grasa extraída se colocó en viales ámbar, bajo nitrógeno y se  refrigeró a &#8776;10 ºC hasta su análisis. Se derivatizó el extracto lipídico (16) y  la alícuota se inyectó en un cromatógrafo de gases (GC System) marca HP modelo  6890 Series con columna: SP-2380 (SUPELCO) de 30 m de largo x 0,25 mm de  diámetro interno.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F"><b>Ácido  cianhídrico (HCN) equivalente</b>: se utilizó el método propuesto por Bradbury  et al. (17) con algunas modificaciones. La linaza contiene glucósidos  cianogénicos que son degradados a HCN por la hidrólisis ácida o enzimática  aplicada en método, por tanto lo que se determina es el contenido de HCN  equivalente. Se pesaron 2 g de muestra y se añadieron 40 ml de H<sub>2</sub>SO<sub>4</sub>  0,1M, se colocaron en el desintegrador de tejidos (Polytron modelo PT3100), por  2-3 min, para luego centrifugar a 3500 rpm por 15 min y separar el extracto. Se  colocaron 2 ml de dicho extracto en un tubo de ensayo con tapa, y 2 ml de H<sub>2</sub>SO<sub>4</sub>  4M, en un baño de agua hirviente por 50 min. Se enfrió a temperatura ambiente y  se añadieron 5 ml de NaOH 3,6M, se agitó suavemente y se dejó en reposo por 5-10  min. Se añadieron 7 ml de buffer citrato (pH 5,0), 1,0 ml del extracto preparado  y 0,4 ml de solución de Cloramina- T al 0,5% (solución 0,5% p/v en agua  destilada), se dejaron reposar a temperatura ambiente por 5 min, y se añadió 1,6  ml de reactivo de König. Se agitaron los tubos y se dejaron reposar por 60 min  para el desarrollo del color. Para preparar la curva patrón se disolvieron 37,5  mg de KCN previamente deshidratado (en estufa de convección por 2 h a 100 ºC),  en NaOH 0,2M y se llevo a 500 mL y a partir de esa solución se preparó la curva  de calibración. Se leyó la absorbancia en un espectrofotómetro (Spectronic  Milton Roy modelo 21D) a 583 nm.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F"><b>Actividad de  agua (aw)</b>: se utilizó el equipo Aqua- Lab modelo CX-2 de la Decagón Devices  Inc.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F"><b>Color</b>:  se empleó el colorímetro HunterLab modelo Miniscan D-65 45/0 LAV, se registraron  valores de L, a y b.</font></p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">Estos dos  últimos análisis se le practicaron a la semilla entera</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F"><b>Polifenoles  totales</b>: se utilizó el método de Folin- Ciocalteu (18,19, 20). Se utilizó  ácido tánico como estándar.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F"><b>Capacidad  antioxidante</b>: se utilizó el método del radical DPPH* (2,2-difenil-1-picril-hidracil)  (18). Se calculó la Eficiencia Antirradical (EA), la concentración de  antioxidante necesario para disminuir la concentración inicial en 50%. (EC<sub>50</sub>)  y el tiempo necesario para alcanzar la EC50 (TEC50). Los parámetros EC<sub>50</sub>  y T<sub>EC50</sub> se obtuvieron a partir de las curvas de absorbancia vs  concentración de DPPH, porcentaje remanente de DPPH vs concentración de muestra,  y tiempo de reacción vs concentración de muestra.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F"><b>Análisis  estadístico</b> Los análisis químicos y físicos se realizaron por triplicado y  se expresaron en base seca como media y desviación estándar. El número de  réplicas se fijó utilizando un parámetro establecido para d = 2,0, para que el  error tipo II (&#946; o probabilidad de aceptación de H0 siendo falsa) sea  aproximadamente igual a 0,1. La comparación entre los 2 tipos de semilla se hizo  mediante la prueba t de dos muestras independientes. Se determinó la normalidad  de los datos utilizando la prueba de Anderson-Darling y la homogeneidad de  varianza mediante el valor de F o del estadístico de Levene según sea el caso  determinado por la normalidad. Se empleó el paquete estadístico StatgraphicsÒ  Centurión XV versión 15.1.02 (StatPoint, Inc. 2006).</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F"><b>RESULTADOS</b></font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">En la <a href="#tab1">Tabla 1</a> se presentan los resultados del análisis  microbiológico de las semillas de linaza; en la primera muestra de semilla  venezolana analizada (primera cosecha), la carga microbiana fue alta,  particularmente en microorganismos esporulados tanto aerobios como anaerobios.  El análisis microscópico de las colonias indicó la presencia de 3 cepas  morfológicamente diferenciadas de esporulados aerobios, una de ellas capaz de  crecer también en condiciones anaerobias. Dos cepas fueron Gram positivas  (incluyendo la cepa anaerobia facultativa), y la otra Gram negativa. Las pruebas  para C. perfringens y B. cereus resultaron ser negativas. La elevada carga de  esporulados de esa primera muestra condujo a la decisión de descartarla y tomar  una nueva muestra (segunda cosecha), cuyos análisis indicaron una mejor calidad  microbiana en lo referente a mohos, levaduras, esporulados aerobios y anaerobios  (<a href="#tab1">Tabla 1</a>). Se evidenció solo una cepa Gram positiva, en  incubación aeróbica y anaeróbica, con las mismas características morfológicas de  la cepa facultativa detectada en la muestra de la primera cosecha, por lo que  podría suponerse que se trata del mismo esporulado. En la <a href="#tab2">Tabla  2</a> se presenta la composición química de las variedades de linaza venezolana  y canadiense. Los principales constituyentes de las semillas fueron las grasas y  fibra dietaria, aun cuando el contenido de proteína también es alto. Los valores  se encuentran dentro de los rangos reportados por diferentes estudios previos  para la variedad Norman (5, 21). Se observaron diferencias significativas entre  la composición de los dos tipos de semilla, con excepción del contenido de fibra  dietaria total, soluble e insoluble. La relación fibra soluble/insoluble es  cercana a 1, lo cual refleja cantidades similares de ambos tipos de fibra. En  cuanto a los minerales, destaca el alto contenido de potasio, calcio y magnesio  en ambas semillas, con diferencias significativas en el contenido de hierro,  fósforo, zinc, cobre y manganeso.</font></p>     <p align="center"><a name="tab1"> <img border="0" src="/img/fbpe/alan/v62n2/art14tab1.gif" width="394" height="406"></a></p>     
<p align="center"><a name="tab2"> <img border="0" src="/img/fbpe/alan/v62n2/art14tab2.gif" width="395" height="570"></a></p>     
<p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">En la <a href="#tab3">Tabla 3</a> se presenta el perfil de ácidos grasos de las  semillas de linaza, sin diferencias significativas entre el contenido de ellos,  a excepción del ácido palmítico cuyo aporte es mayor en la semilla canadiense.  Es notable el elevado aporte de ácido alfa-linolénico (ALA), que supera el 60 %  del total de los ácidos grasos, lo que justifica que la linaza se considere una  fuente de este ácido graso esencial omega-3.</font></p>     <p align="center"><a name="tab3"> <img border="0" src="/img/fbpe/alan/v62n2/art14tab3.gif" width="311" height="259"></a></p>     
]]></body>
<body><![CDATA[<p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">La <a href="#tab4">Tabla 4</a> muestra el contenido de acido cianhídrico (HCN)  equivalente y de polifenoles totales en la linaza canadiense y venezolana, sin  diferencias significativas (p &gt; 0,05) en el contenido de HCN equivalente de  ambas variedades de semillas, con valores comparables con lo reportado para la  linaza canadiense (40 mg/ 100 g) (22). Se detectaron diferencias significativas  en el contenido de polifenoles totales, con un aporte mayor en la semilla  venezolana. El método propuesto por Singleton y Rossi (23) para determinar los  polifenoles contempla una extracción por etapas que permite obtener 3 fracciones  claramente diferenciadas de polifenoles: (I) ácidos fenólicos y aldehídos, (II)  esteres y polisacáridos, y (III) glicósidos fenólicos y taninos. La linaza  canadiense contiene cantidades similares de las fracciones I y II (1172,06 y  1113,36 mg/100 g de linaza desgrasada, respectivamente). Por su parte, la  semilla venezolana aporta principalmente polifenoles de la fracción II (1332,21  mg/100 g de linaza desgrasada). El aporte de glicósidos fenólicos y taninos es  considerablemente menor para ambos tipos de semilla, siendo de 252,79 mg/100 g  para la semilla canadiense y de 365,85 mg/100 g para la semilla venezolana.</font></p>     <p align="center"><a name="tab4"> <img border="0" src="/img/fbpe/alan/v62n2/art14tab4.gif" width="325" height="393"></a></p>     
<p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">Los resultados  obtenidos para las propiedades antioxidantes de la linaza canadiense y  venezolana, expresadas mediante los parámetros EC50 (concentración de muestra  necesaria para disminuir la concentración inicial del sustrato al 50 %), T<sub>EC50</sub>  (tiempo necesario para alcanzar el estado estacionario a la EC<sub>50</sub>), y  Eficiencia Antiradical (EA) se presentan en la <a href="#tab4">Tabla 4</a>. Se  observaron solo diferencias significativas (p &lt; 0,05) entre la EC<sub>50</sub> y  la EA de ambas variedades de semillas.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">En la <a href="#fig1">Figura 1</a> se muestra el comportamiento cinético obtenido para  el gráfico del porcentaje remanente de DPPH* (Y) vs tiempo de reacción (X). La  variedad canadiense sigue un modelo multiplicativo: Y = aX<sup>b</sup>, donde a  y b son constantes que representan al intercepto y a la pendiente,  respectivamente. Por su parte, la variedad criolla presentó un comportamiento  modelo raíz cuadrada de Y: Y = (a + bX)<sup>2</sup>. De acuerdo a la  clasificación cinética realizada por Sánchez-Moreno et al. (18,19), basada en el  T<sub>EC50</sub>, ambas semillas presentan un comportamiento lento (&gt; 30 min).</font></p>     <p align="center"><a name="fig1"> <img border="0" src="/img/fbpe/alan/v62n2/art14fig1.gif" width="496" height="1017"></a></p>     
<p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">La actividad de  agua (a<sub>w</sub>) y el color de las semillas de linaza se muestran en la <a href="#tab5">Tabla 5</a>. La semilla venezolana tiene mayor a<sub>w</sub>, lo  cual permite tanto el crecimiento de algunas especies de hongos y la  autooxidación lipídica por lo que requiere prevenir su contaminación y deterioro  durante la cosecha y el secado. La determinación del color instrumental de la  linaza indicó diferencias significativas entre los parámetros de las dos  variedades de semillas.</font></p>     <p align="center"><a name="tab5"> <img border="0" src="/img/fbpe/alan/v62n2/art14tab5.gif" width="339" height="259"></a></p>     
<p align="justify"><b><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">DISCUSIÓN</font></b></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">La calidad  microbiológica de la primera cosecha de linaza venezolana indica que la cosecha  manual de la linaza venezolana, las condiciones de secado solar rudimentario y  la mala manipulación postcosecha generaron la elevada carga microbiana de la  primera cosecha (24). Basados en estos resultados se le dieron recomendaciones  al productor a fin de que siguiera las buenas prácticas de fabricación agrícola  (BPFA), y se generó una segunda cosecha con mejor calidad microbiológica que fue  la muestra evaluada en el estudio. Contrariamente, la linaza canadiense mostró  una carga microbiana acorde con lo esperado en semillas cosechadas  mecánicamente, y correctamente secadas y manipuladas. Considerando que la linaza  en Venezuela es consumida principalmente cruda, remojada en agua por algunas  horas y/o sometida a leves tratamientos con calor, es necesario vigilar su  calidad microbiológica para evitar poner en riesgo la salud del consumidor.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">La semilla  canadiense contiene más grasa y menos proteínas que la semilla venezolana, pero  con pequeñas diferencias (<a href="#tab2">Tabla 2</a>). A menor temperatura del  sitio de cultivo, menor es el contenido de proteína de la semilla y mayor es el  porcentaje de grasa (5). Esto indica que quizás la temperatura promedio a la que  fue cultivada la semilla canadiense es más baja que la temperatura de cultivo de  la semilla venezolana. Al comparar la composición de 2 variedades de semillas,  una de color pardo-rojiza y otra dorada, se observó que esta última tiene mayor  porcentaje de proteínas y menor contenido de grasa que la primera (21), lo mismo  se repitió en la semilla venezolana analizada. La variabilidad en la  concentración de proteínas en la linaza también ha sido atribuida a factores  genéticos y medioambientales (28). El contenido de proteína fue mayor en la  semilla canadiense que en la semilla venezolana, al igual que el contenido de  cenizas, concordando con lo reportado por otros autores (5, 21). Existe limitada  información sobre la variación de la fibra dietaria entre variedades y cultivos  de linaza, ya que no es un componente tan estudiado como la grasa o la proteína.  Diversos autores (25, 26) señalan que las semillas de variedad dorada (como la  semilla venezolana) tienen menor contenido de fibra que las pardorojizas (como  la semilla canadiense analizada). Se determinaron diferencias significativas  entre el contenido de mucílago de ambos tipos de semilla, siendo mayor el aporte  en la semilla canadiense que en la semilla venezolana. El mucílago es un  constituyente de la fibra (21) y una sobrestimación en el contenido de mucílago  puede ocurrir considerando el método utilizado para su análisis. La agitación  prolongada de las semillas por varias horas, indicado en la metodología, puede  dañar la estructura de la semilla debido al roce y a la acción erosiva del agua,  provocando la solubilización de otros componentes que se cuantifican como  mucílago. Las semillas doradas tienen un menor contenido de mucílago que las  semillas pardo-rojizas, lo cual se corresponde con lo determinado en este  estudio. Los valores de minerales de las semillas de linaza se corresponden con  lo reportado por Morris (21).</font></p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">Las dos  semillas analizadas poseen una mayor cantidad de ALA y menor cantidad de ácido  oleico (<a href="#tab3">Tabla 3</a>) que lo reportado. La de origen canadiense  contiene 57 % de ALA, 18 % de ácido oleico y 9 % de ácidos grasos saturados  (21). El aceite de la linaza cosechada en Nueva Zelanda tiene entre 51,80 a  60,42 % de ALA, 22,21 % de ácido oleico y valores superiores al 9 % de ácidos  grasos saturados (26). Los incrementos del contenido de ALA en el aceite de  linaza van en detrimento del contenido de ácido oleico. Los niveles de  insaturación de la grasa se afectan por la variedad de la semilla y las  condiciones climáticas; los niveles de insaturación de la grasa son mayores en  climas fríos. Los valores de ácido palmítico y esteárico en las variedades del  presente estudio se corresponden con los reportados en la bibliografía (5). En  el perfil obtenido para ambas variedades de linaza, el aporte de ácidos grasos  saturados es menor al 8 %. El alto nivel de insaturación de los ácidos grasos en  el aceite de linaza es una limitante para su vida útil. Sin embargo, estudios  muestran que no hay cambios significativos en la concentración de ALA de la  semilla, almacenada a 22 °C o tostada a 100 °C por una hora (26,28). Sin duda,  mantener la semilla en refrigeración y protegida de la luz y el aire prolonga su  vida útil (21).</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">El contenido de  HCN equivalente en la semilla esta en el rango reportado (29) para la linaza  canadiense (40 mg/ 100 g). Aubourg et al. (30) señalan que en el extracto acuoso  de linaza están presentes diferentes tipos de glucósidos hidrosolubles, entre  los cuales están la linamarina y la lotaustralina, ambos cianógenos. En países  como Alemania, Estados Unidos, y el Reino Unido, el valor aceptado como límite  de toxicidad del HCN equivalente es de 10 ppm (31).</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">Un adulto  saludable puede llegar a detoxificar entre 30 y 100 mg/día de cianuro, sin  embargo cuando se combina el consumo de glucósidos con alguna deficiencia  nutricional, como por ejemplo un déficit de proteínas en la dieta, la habilidad  del organismo de eliminar el cianuro se ve considerablemente comprometida (5,  31). En general, si se considera que el consumo diario de linaza en la  alimentación humana es bajo, una persona sana tiene la capacidad de metabolizar  el HCN producido a partir de los glucósidos cianogénicos presentes en la semilla  sin riesgo de producir intoxicaciones.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">Los valores  obtenidos muestran que la semilla canadiense tiene mayor poder antioxidante que  la semilla venezolana (Tabla 4), ambas variedades tienen una EA calificada como  media y un TEC50 indicativo de un comportamiento lento (&gt; 30 min) según lo  establecido por Sánchez-Moreno et al. (18). Las propiedades antiradicales de la  linaza se deben principalmente a la presencia de compuestos bioactivos con  capacidad antioxidante como el lignano secoisolariciresinol diglucósido (SDG) y  sus oligómeros, los ácidos fenólicos libres y glucosilados, y los flavonoides  como el herbacetin diglucósido (32). La acción antioxidante de estos compuestos  fenólicos en la semilla es mayor que la de la vitamina E (20). Estudios previos  presentan una correlación positiva entre el contenido de polifenoles totales y  la actividad antioxidante (33, 34, 35); sin embargo, la linaza venezolana tiene  menor poder antiradical que la semilla canadiense aún cuando presenta el mayor  contenido de polifenoles totales. El contenido de polifenoles no es el único  factor influyente en la capacidad antioxidante de una muestra ya que hay otros  compuestos bioactivos presentes, además del efecto intrínseco de la sinergia  entre los componentes del alimento (19). La actividad antioxidante de los  polifenoles varía según el método de ensayo utilizado, por lo cual se recomienda  utilizar varios métodos para evaluarla (35).</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">El a<sub>w</sub>  de la semilla canadiense es lo suficientemente bajo para inhibir el crecimiento  bacteriano y el de la mayoría de las especies de mohos, lo cual ayuda a  conservar su buena calidad microbiológica (<a href="#tab5">Tabla 5</a>). En  términos generales, las oleaginosas tienen menor aw que los cereales (al mismo  porcentaje de humedad y temperatura); esto se debe en parte al tipo de  interacción del agua con los diferentes solutos que componen la matriz del  alimento (36). A bajos valores de a<sub>w</sub>, la actividad enzimática se  reduce, y quizás se retarda la producción de HCN. Con respecto al color, el  valor L es mayor en la semilla venezolana, ya que su color es mas claro que la  canadiense. Para los parámetros a y b, las coordenadas fueron positivas, lo que  indica la presencia de tonalidades rojas y amarillas, respectivamente, con mayor  intensidad en la semilla venezolana.</font></p>     <p align="justify"><b><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">CONCLUSIÓN</font></b></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">La composición  química y la microbiología de las semillas variaron según su procedencia a  excepción del contenido de fibra dietaria. En ambas variedades destacó el alto  contenido de grasa, fibra dietaria, proteínas y minerales como potasio, magnesio  y fósforo así como también un elevado contenido de ácido - linolénico (ALA). El  contenido de polifenoles fue mayor en la linaza venezolana. La EA de las  semillas se consideró como media y el TEC50 lento. No se observó relación entre  el contenido de polifenoles y la capacidad antioxidante, lo que sugiere que  otros compuestos presentes en la semilla, así como su sinergia, también  contribuyen a dicha capacidad.</font></p>     <p align="justify"><b><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F"> AGRADECIMIENTO</font></b></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">Los autores  agradecen el financiamiento de este estudio al Decanato de Postgrado de la  Universidad Simón Bolívar, Caracas, Venezuela.</font></p>     <p align="justify"><b><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">REFERENCIAS</font></b></p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">1. Morris DH,  Vaisey-Genser M. Availability and labeling of flaxseed food products and  supplements. En: Thompson LU, Cunnane SC. Flaxseed in human nutrition. 2nd ed.  Champaign, IL. USA: AOCS Press. 2003. p 404-422.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=517371&pid=S0004-0622201200020001400001&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">2. Barbary OM,  El-Sohaimy SA, El-Saadani MA, Zeitoun AMA. Antioxidant, Antimicrobial and Anti-HCV  Activities of Lignan Extracted from Flaxseed. Res J Agric &amp; Biol Sci. 2010;  6(3): 247-256.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">3. Hutchins AM,  Slavin JL. Effects of flaxseed on sex hormone metabolism. En: Thompson LU,  Cunnane SC. Flaxseed in human nutrition. 2nd ed. Champaign, IL. USA: AOCS Press.  2003. p 126-149.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">4. Thompson LU.  Flaxseed, lignans, and cancer. En: Thompson LU, Cunnane SC. Flaxseed in human  nutrition. 2nd ed. Champaign, IL. USA: AOCS Press. 2003. p 194-222.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">5. Daun JK,  Barthet VJ, Chornick TL, Duguid S. Structure, composition and variety  development of flaxseed. En: Thompson LU, Cunnane SC. Flaxseed in human  nutrition. 2nd ed. Champaign, IL. USA: AOCS Press. 2003. p 1-40.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">6.  Rendón-Villalobos R, Agama-Acevedo E, Osorio- Diaz P, Tovar J, Bello-Pérez LA.  Proximal composition and in vitro starch digestibility in flaxseed-added corn  tortilla. J Sci Food Agric. 2009; 89(3): 537–541.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">7. COVENIN.  Comisión Venezolana de Normas Industriales. Norma 612-82: Cereales, leguminosas,  oleaginosas y productos derivados. Muestreo. Caracas, Venezuela: Fondonorma.  1982. p 24.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">8. COVENIN.  Comisión Venezolana de Normas Industriales. Norma 1104-96: Determinación del  numero mas probable de coliformes, de coliformes fecales y de Escherichia coli.  2da revisión. Caracas, Venezuela: Fondonorma. 1996. p 15.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">9. Merck.  Manual de medios de cultivo. Darmstadt, Alemania: Merck KGaA. 1994. p 296.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">10. COVENIN.  Comisión Venezolana de Normas Industriales. Norma 1292-89: Alimentos.  Aislamiento y recuento de Staphylococcus aureus. 1era revisión. Caracas,  Venezuela: Fondonorma. 1989. 16 p.</font></p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">11. COVENIN.  Comisión Venezolana de Normas Industriales. Norma 2499-88: Productos de  cereales. Recuento de esporas de Bacilos aerobios mesófilos productores de  viscosidad. Caracas, Venezuela: Fondonorma. 1988. p 3.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">12. AOAC.  Association of Official Analytical Chemists. Official Methods of Analysis of the  Association of Official Analytical Chemists. 15th ed. Virginia, USA: Helrich K (ed).  1990.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">13. AOCS.  American Oil Chemists Society. Official Methods and Recommended Practices of the  American Oil Chemists Society. 5th Ed. Champaign IL, USA: AOCS press. 1998. p  1300.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">14. Bhatty RS.  Further compositional analyses of flax: mucilage, trypsin inhibitors and  hydrocyanic acid. J Am Oil Chem Soc. 1993. 70(9):899-904.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">15. Bligh F,  Dyer C. A rapid method of total lipid extraction and purification. Can J Biochem  Physiol. 1959. 37:911-913.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">16. Blau K,  Halket JM. Handbook of Derivatives for Chromatography. 2d. ed. New York, USA:  John Wiley and Sons. 1993. p 369.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">17. Bradbury JH,  Bradbury MG, Egan SV. Comparison of methods of analysis of cyanogens in cassava.  Acta Hort. 1994; 375: 87-96.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">18.  Sánchez-Moreno C, Larrauri JA, Saura-Calixto F. A procedure to measure the  antiradical efficiency of polyphenols. J Sci Food Agric. 1998; 76: 270-276. </font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">19.  Sánchez-Moreno C, Larrauri JA, Saura-Calixto F. Free radical scavenging capacity  and inhibition of lipid oxidation of wines, grape juices and related  polyphenolic constituents. Food Res Int. 1999; 32: 407-412.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">20. Singleton  VL, Orthofer R, Lamuela-Raventos RM. Analysis of total phenols and other  oxidation substrates and antioxidants by means of Folin-Ciocalteu reagent. Meth.  Enzymol. 1999; 299: 152-178.</font></p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">21. Morris DH.  Flax - A health and nutrition primer. 4th ed. Winnipeg, Canada: Flax Council of  Canada. p 2007. 140.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">22. Yamashita  T, Sano T, Hashimoto T, Kanazawa K. Development of a method to remove cyanogen  glycosides from flaxseed meal. Int J Food Sci Tech. 2007; 42: 70-75.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">23. Singleton  VL, Rossi JA. Colorimetry of total phenolics with phosphomolybdic-phosohotungstic  acid reagents. Am J Enol Vitic. 1965; 16: 144-158.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">24. Adams MR,  Moss MO. Food Microbiology. 2nd ed. United Kingdom: Royal Society of Chemistry.  2000. p 479.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">25. Oomah BD,  Mazza G. Flaxseed products for disease prevention. En: Mazza G. Functional foods.  Biochemical &amp; Processing aspects. Penn.USA: Technomic Pub. Co. 1998. p 91-138.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">26. Epaminondas  PS, Araujo KLGV, Lima de Souza A, Silva MCD, Queiroz N, Souza AL, Soledade LEB,  Santos IMG, Souza AG. Influence of toasting on the nutritious and thermal  properties of flaxseed. J Therm Anal Calorim. 2011; 106(2):551-555.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">27. Choo WS,  Birch J, Dufour JP. Physicochemical and quality characteristics of cold-pressed  flaxseed oils. J Food Compos Anal. 2007; 20(3-4): 202-211.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">28. Ratnayake  WMN, Behrens WA, Fischer PWF, L’Abbe MR, Mongeau R, Beare-Rogers JL. Flaxseed:  chemical stability and nutritional properties. Proc. Flax Inst. 1992; 54:37-47.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">29. Fokunang CN,  Tomkins PT, Dixon AGO, Tembe EA, Salwa B, Nukenine EN, Horan I. Cyanogenic  Potential in Food Crops and its Implication in Cassava (Manihot esculenta Crantz)  Production. Pakistan J Biol Sci. 2001; 4(7): 926-930.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">30. Aubourg SP,  Stodolnik L, Stawicka A, Szczepanik G. Effect of a flax seed (Linum  usitatissimum) soaking treatment on the frozen storage stability of mackerel (Scomber  scombrus) fillets. J Sci Food Agric. 2006; 86(15): 2638-2644.</font></p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">31. UNAM.  Universidad Nacional Autónoma de México. Hoja de Seguridad XX Cianuro de  hidrógeno y cianuros. 2008. Disponible en: <a href="http://www.quimica.unam.mx/IMG/pdf/20cianuros.pdf"> http://www.quimica.unam.mx/IMG/pdf/20cianuros.pdf</a> Fecha de acceso: Feb 07,  2010.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">32. Johnsson P.  Phenolic compounds in flaxseed: Chromatographic and spectroscopic analyses of  glucoside conjugates [Licentiate Thesis]. Uppsala, Sweden: Swedish University of  Agricultural Sciences. 2004. 35 p.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">33. Padilla FC,  Rincón AM, Bou-Rached L. Contenido de polifenoles y actividad antioxidante de  varias semillas y nueces. Arch Latinoam Nutr. 2008; 58(3): 303-308.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">34. Alothman M,  Bhat R, Karim AA. Antioxidant capacity and phenolic content of selected tropical  fruits from Malaysia, extracted with different solvents. Food Chem. 2009; 115:  785–788.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">35. Valavanidis  A, Vlachogianni T, Psomas A, Zovoili A, Siatis V. Polyphenolic profile and  antioxidant activity of five apple cultivars grown under organic and  conventional agricultural practices. Int J Food Sci Tech. 2009; 44: 1167-1175.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2" color="#221E1F">36. Reid DS,  Fennema OR. Water and ice. En: Damodaran S, Parkin KL, Fennema OR. Fennema’s  food chemistry. 4th ed. Boca Raton: CRC Press. 2008. p 17-82.</font></p>       ]]></body>
<back>
<ref-list>
<ref id="B1">
<label>1</label><nlm-citation citation-type="">
<source><![CDATA[]]></source>
<year></year>
</nlm-citation>
</ref>
</ref-list>
</back>
</article>
