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<article-title xml:lang="es"><![CDATA[Detección de protozoos parásitos entéricos, bacteriófagos de E. coli y organismos indicadores de contaminación en camarones comercializados en el estado Zulia]]></article-title>
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<abstract abstract-type="short" xml:lang="en"><p><![CDATA[The presence of G. intestinalis and C. parvum, E. coli F+ bacteriophages and fecal pollution indicator organisms was determined in shrimp for human consumption marketed in the State of Zulia. Parasites were concentrated from the digestive systems of shrimp pools, detected by formalin-ether and quantified by direct immunofluorescence. E. coli F + bacteriophage and pollution indicator organism concentrations were determined by standard techniques. In this work, G. intestinalis, C. parvum, E. coli F + bacteriophages and E. coli were detected in shrimp for human consumption marketed in the State of Zulia that met the quality criteria of Venezuelan health and safety regulations. 91.5% of the samples analyzed were positive for G. intestinalis (average: 36.6 cyst/100g), 95.3% for C parvum (average: 32.8 oocyst/100g), 100% for E coli F + bacteriophages (average: 2.8 x 10³ FPFU/100g) and 71.5% for E. coli (average: 4.3 x 10(4) MPN/g). Results of this research indicate that shrimp can become a vehicle for transmitting pathogens to humans and demonstrate the need for including a parasitic and viral parameter in microbiological quality control for seafood.]]></p></abstract>
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</front><body><![CDATA[  <BASEFONT SIZE="3">     <P ALIGN="center"><FONT COLOR="000000" FACE="Verdana"> <B>Detección de protozoos parásitos entéricos, bacteriófagos de </B><I><B>E. coli</B></I><B> y  organismos indicadores    <BR> de contaminación en camarones comercializados    <BR> en el  estado Zulia</B> </FONT></P>  <font face="Verdana">  <A NAME="_VPID_6"></A> </font>     <P ALIGN="center"><b><FONT COLOR="000000" FACE="Verdana"> Detection of Enteric Protozoa Parasites, E. coli Bacteriophages and Fecal  Pollution Indicator Organisms in Shrimp Sold     <BR> in the State of Zulia </FONT></b></P>  <font face="Verdana">  <A NAME="_VPID_7"></A> </font>     <P ALIGN="center"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Bracho, Mariángela<SUP>1</SUP>*; Botero, Ligia<SUP>1</SUP>;<SUB>    <BR> </SUB>Díaz-Suárez, Odelis<SUP>2</SUP>; Rivero, Zulbey<SUP>3</SUP>;    <BR> Freites,  Azael<SUP>2</SUP>; García, María<SUP>2</SUP>    <BR> y Soler, Marycarmen<SUP>2</SUP> </FONT></P>      ]]></body>
<body><![CDATA[<P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> <SUP>1</SUP>Centro de Investigaciones del Agua, Facultad de Ingeniería, Universidad  del Zulia. Maracaibo, Venezuela.    <BR> <SUP>2</SUP>Instituto de Investigaciones Clínicas  “Dr. Américo Negrette”. Facultad de Medicina, Universidad del Zulia. Maracaibo,  Venezuela.    <BR> <SUP>3</SUP>Escuela de Bioanálisis. Facultad de Medicina. Universidad del  Zulia. Maracaibo, Venezuela. * <a href="mailto:mariangela.bracho@gmail.com">mariangela.bracho@gmail.com</a>&nbsp; </FONT></P><font face="Verdana" size="2">    <BR>  </font>    <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> <B>Resumen</B> </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Se determinó la presencia de <I>Giardia intestinalis</I> y <I>Cryptospodidium parvum</I>,  bacteriófagos de <I>Escherichia coli</I> y organismos indicadores de contaminación  (OIC), en muestras de camarones para el consumo humano comercializados  en el estado Zulia. Los parásitos se concentraron a partir de sistemas  digestivos de pools de camarones por la técnica de formol-éter y se cuantificaron  por inmunofluorescencia directa. La concentración de los bacteriófagos  de <I>E. coli</I> F+ y los OIC se evaluó por técnicas estándar. En este trabajo  se detectó la presencia de G. <I>intestinalis</I>, <I>C. parvum, </I>bacteriófagos y  <I>E. coli</I> en camarones comercializados en el estado Zulia que cumplían los  criterios de la normativa venezolana de calidad sanitaria e inocuidad.  Del total de muestras analizadas el 91,5% fueron positivas para <I>G. intestinalis  </I>(promedio: 36,6 quistes/100g), 95,3% para <I>C. parvum </I>(promedio: 32,8 ooquistes/100g),  100% para los bacteriófagos de <I>E coli</I> F+ (promedio de 2,8 x 10<SUP>3</SUP> UFP/100  g) y 71,5% para <I>E. coli </I>(promedio de 4,3 x 10<SUP>4</SUP> NMP/g). Los resultados obtenidos  indican que los camarones pueden convertirse en un vehículo para la transmisión  de patógenos al hombre y dejan en evidencia la necesidad de la inclusión  de un parámetro parasitológico y viral en el control de la calidad microbiológica  de estos productos alimenticios.  </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> <B>Palabras clave:</B> </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Camarones, <I>G. intestinalis, C. parvum</I>, Bacteriófagos, Organismos indicadores  de contaminación. </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> <B>Abstract</B> </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> The presence of <I>G. intestinalis</I> and <I>C. parvum</I>, <I>E. coli</I> F+ bacteriophages  &nbsp;and fecal pollution indicator organisms was determined in shrimp for human  consumption marketed in the State of Zulia. Parasites were concentrated  from the digestive systems of shrimp pools, detected by formalin-ether  and quantified by direct immunofluorescence.  <I>E. coli</I> F + bacteriophage  and pollution indicator organism concentrations were determined by standard  techniques. In this work, <I>G. intestinalis</I>, <I>C. parvum</I>, <I>E. coli</I> F + bacteriophages  and <I>E. coli</I> were detected in shrimp for human consumption marketed in the  State of Zulia that met the quality criteria of Venezuelan health and safety  regulations. 91.5% of the samples analyzed were positive for <I>G. intestinalis</I>  (average: 36.6 cyst/100g), 95.3% for <I>C parvum</I> (average: 32.8 oocyst/100g),  100% for <I>E coli</I> F + bacteriophages (average: 2.8 x 10<SUP>3 </SUP>FPFU/100g) and 71.5%<I>  for E. coli </I>(average: 4.3 x 10<SUP>4</SUP> MPN/g). Results of this research indicate  that shrimp can become a vehicle for transmitting pathogens to humans and  demonstrate the need for including a parasitic and viral parameter in microbiological  quality control for seafood. </FONT></P>      ]]></body>
<body><![CDATA[<P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> <B>Key words:</B> </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Shrimp, <I>G. intestinalis, C. parvum</I>, bacteriophages, fecal pollution indicator  organisms.    <BR>  </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> <B>Introducción</B> </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Los camarones poseen un alto valor nutritivo y además un excelente sabor,  por lo que son ampliamente apetecidos en todo el mundo. Venezuela ocupa  un sitial muy importante como país productor y exportador de este importante  producto alimenticio (1). </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Según cifras suministradas por el Instituto Nacional de Pesca y Acuicultura,  Venezuela registró una producción total de camarones de más de 13.000 Toneladas  Métricas en el año 2010 (2). De esta producción, más del 90% se destina  a la exportación y abastecimiento de mercados internacionales, 80% a los  Estados Unidos de Norteamérica y el 20% a la Unión Europea, en esta última  a países como: Inglaterra, Alemania, España, Italia y Francia, lo que representa  una importante entrada de divisas para el país (1). </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> En Venezuela, la producción nacional de camarón proviene en un 68% del  cultivo en lagunas artificiales y el 32% restante de la pesca artesanal  en sus bancos naturales de producción. Esta actividad se lleva a cabo en  los estados costeros tales como: Zulia, Falcón, Anzoátegui, Sucre y Nueva  Esparta, ubicándose el 90% de la producción nacional en el occidente del  país, principalmente en el estado Zulia (Costa del Lago de Maracaibo),  lugar donde se concentra el mayor asentamiento de hectáreas cultivadas,  debido a que las aguas del Sistema del Lago de Maracaibo poseen condiciones  muy favorables, para el desarrollo de estos organismos. Recientemente,  a nivel gubernamental, se han venido destinando nuevas áreas para proyectos  de camaronicultura, tal como es el caso de los estados centrales Miranda  y Carabobo, donde anteriormente no se había desarrollado este tipo de actividad  (1). </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Durante su cultivo, en los tejidos de los moluscos y mariscos, tienden  a acumularse microorganismos presentes en el medio en que se desarrollan,  por lo que la contaminación biológica de los cuerpos de agua donde éstos  habitan, ha despertado preocupación acerca de la posible acumulación de  patógenos entéricos humanos en estos organismos acuáticos (3). El espectro  de patógenos transmitidos por estos alimentos incluye una gran variedad  de bacterias, tanto aerobias como anaerobias, parásitos y virus, así como,  dinoflagelados marinos, priones y bacterias productoras de biotoxinas.  Sin embrago, se estima que más del 80% de los brotes de enfermedades trasmitidas  por consumo de moluscos y mariscos se deben a su contaminación con virus  y parásitos entéricos, frente a un 7% ocasionado por infecciones bacterianas  y el resto debido a sustancias químicas y alergenos (4). </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Especies de parásitos entéricos frecuentemente reportados como causantes  de enfermedades debido al consumo de alimentos contaminados son <I>G. intestinalis  </I>y <I>C. parvum. </I>Se estima que al menos el 15% de la población de Latinoamérica  está infectada con estos protozoarios, siendo la población infantil y la  de bajos recursos la más afectada (5). En Venezuela, Barón y col., 2007  (6) y Freites y col., 2009 (7) reportaron una frecuencia de infecciones  por <I>G. intestinalis</I> de 28,8% y Cryptosporidium spp. de 11,8% respectivamente,  siendo estos protozoarios intestinales uno de los más prevalentes en el  país. </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> La transmisión al hombre de parásitos, virus y bacterias patógenas causantes  de enfermedades por el consumo de moluscos contaminados, ha sido documentada  en numerosos brotes ocasionados <I>en Europa</I> (8-11) y los Estados Unidos de  Norteamérica (12-14), sin embargo, todas estas investigaciones han sido  llevadas a cabo en almejas, ostras y mejillones y no en camarones, importante  recurso alimenticio y comercial en todo el mundo. </FONT></P>      ]]></body>
<body><![CDATA[<P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> En este trabajo se determinó la presencia de los protozoos parásitos entéricos  <I>G. intestinalis y C. parvum</I>, bacteriófagos de <I>E. coli</I> y organismos indicadores  de contaminación, en muestras de camarones para el consumo humano comercializados  en el estado Zulia, provenientes de sus zonas naturales de producción en  el Sistema de Maracaibo y de Pescaderías. </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> <B>Materiales y Métodos</B> </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> <B>Área de estudio y toma de muestra</B> </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Durante doce meses (septiembre 2009 – septiembre 2010), se colectaron un  total de 130 muestras de camarones del género <I>Litopenaeus</I> sp provenientes  tanto de sus zonas naturales de producción en el Sistema de Maracaibo (<I>n  </I>=40), como de un expendio comercial ubicado en el Municipio Maracaibo del  estado Zulia (<I>n </I>=90). </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Las muestras de camarones del Sistema de Maracaibo fueron colectadas, con  la ayuda de pescadores de la zona, en el Municipio Miranda de la costa  nor-oriental del estado Zulia, en el Sector Ancón de Iturre de la Cienaga  de los Olivitos (latitud 10°46´597´´, longitud 71° 26´1651´´). Mientras  que las muestras provenientes del expendio comercial, fueron tomadas en  una de las pescaderías de mayor afluencia de consumidores en la ciudad,  la cual, y según información suministrada por sus propietarios, se abastece  de camarones que también son extraídos del sistema del Lago de Maracaibo.  En este lugar el producto se ofrecía al consumidor de forma cruda, sin  ningún tratamiento, y era almacenado siguiendo las medidas adecuadas de  higiene y seguridad alimentaria. </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Todas las muestras de aproximadamente 300 g., fueron colocadas en bolsas  plásticas con cierre hermético previamente rotuladas y fueron transportadas  al laboratorio a 4°C para su inmediato procesamiento. </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> <B>Análisis parasitológico</B> </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Previo a su procesamiento, se determinaron las características organolépticas  de los camarones recomendadas en la norma COVENIN 453-93 (15), Posteriormente,  los camarones fueron lavados y se les removió la cabeza, cola, y pleópodos  (16). Inmediatamente, los sistemas gastrointestinales de un pool de 100  g. de camarones se homogeneizaron con 20 ml de buffer fosfato salino PBS  1X, en una licuadora durante 2 min. a máxima velocidad. El homogeneizado  fue pasado por una malla de filtración de 15-45 µm, y se le agregaron 10  ml de Éter dietílico al 50%. Finalmente, se centrifugó la mezcla a 1.250  x <I>g</I> durante 15 min. y se eliminó el sobrenadante por succión, reservando  el sedimento resultante para su posterior análisis al microscopio (17). </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> La visualización y cuantificación de las estructuras parasitarias se llevó  a cabo a través de la técnica de Inmunofluorescencia directa, utilizando  los anticuerpos monoclonales específicos marcados con isotiocianato de  fluoresceína: A300FL Giardia-GloTM (Waterborne Inc, New Orleands, USA)  para <I>Giardia intestinalis</I> y A400FL Crypto-a-GloTM (Waterborne Inc, New  Orleands, USA) para <I>Cryptosporidium parvum</I>. Para ello, se hizo pasar 1  ml del concentrado obtenido anteriormente, a través de portafiltros de  polialómero, que soportaban filtros de membrana de policarbonato de 13  mm de diámetro, con un tamaño de poro de 5 µm. para la enumeración de los  quistes de <I>G. intestinalis</I> y de 1,2 µm para los ooquistes de <I>C. parvum.  </I>El anticuerpo monoclonal específico se empleó en volúmenes de 30 µl, y  una vez aplicado se dejó en incubación a temperatura ambiente durante 30  min. Los lavados de la muestra se realizaron con PBS 1X. </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> La visualización de las láminas y cuantificación de las estructuras parasitarias  se llevó a cabo en un microscopio de inmunofluorescencia (Zeiss, West Germany)  a través de un filtro de luz azul (480 nm de excitación y 530 nm de emisión),  empleando una magnificación de 400 X. Los parásitos se observaron como  estructuras con fluorescencia verde manzana brillante. Los quistes de <I>G.  intestinalis</I> de forma oval de 8 a 12 µm de diámetro y los ooquistes de  <I>C. parvum</I> como estructuras redondeadas de 4 a 6 µm. La Concentración de  quistes de <I>G. intestinalis</I> y ooquistes de <I>C. parvum</I> se reportó en número  de quistes y ooquistes por 100 g de muestra. </FONT></P>      ]]></body>
<body><![CDATA[<P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Las muestras fueron procesadas junto con controles negativos de buffer  fosfato salino estéril y controles positivos correspondientes a muestras  de heces humanas y animales infectadas, con el fin de comprobar que no  se produjo contaminación durante el procesamiento, que las soluciones se  encontraron libres de contaminación con parásitos y que los anticuerpos  lograron funcionar correctamente. </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> <B>Análisis virológico</B> </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Para el análisis de la presencia de virus, se homogeneizaron 100 g. de  la carne de camarón en una licuadora a máxima velocidad por 2 minutos,  luego se agregó 200 ml de glicina estéril 0,25 N a pH 10. La mezcla resultante  se centrifugó a 2.500 X <I>g</I> por 15 minutos, se colectó el sobrenadante y  se le ajustó el pH a 7. Alícuotas de 9 ml se ultracentrifugaron a 229.600  X <I>g</I> por una hora a 4°C, se descartó el sobrenadante y el pellet se resuspendió  en 10 ml de PBS 1X. Esta suspensión se dispensó en viales estériles y se  conservaron a -70°C (4). </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> La detección de virus bacteriófagos de <I>E. coli</I> F+ se realizó para cada  muestra y por duplicado por la técnica de doble capa de agar utilizando  como cepa hospedadora la cepa de <I>E. coli</I> ATCC 700891 ampicilina resistente,  y según lo dispuesto en el procedimiento 9211 D de la Asociación Americana  de Salud Pública (APHA) (18). La presencia de los fagos se evidenció por  la aparición de zonas claras o placas de lisis bacteriana en el agar, las  cuales se contaron y reportaron como Unidades Formadoras de Placas en 100  g. de la muestra (UFP/100 g). En cada ensayo de bacteriófagos se incluyó  como control positivo una suspensión del bacteriófago MS2 (ATCC#15597-B1)  y como control negativo solución salina fisiológica (Cloruro de sodio al  0,85 %). </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> <B>Análisis bacteriológico</B> </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Para el análisis bacteriológico, se homogeneizaron 25 g. del tejido de  los camarones en 225 ml de Buffer fosfato de Butterfield´s en una licuadora  durante 2 min a máxima velocidad (13). La cuantificación de la presencia  de de los organismos aerobios mesófilos (AM) se llevó a cabo utilizando  la técnica de vaciado en placa (19) y la de los coliformes totales (CT)  y coliformes fecales o termotolerantes (CTT) y <I>E. coli</I> siguiendo la técnica  de número más probable (NMP) (19). </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> <B>Análisis estadístico</B> </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Los resultados de la presencia y concentración de los microorganismos analizados  en este estudio se presentan en términos de porcentajes de positividad,  mínimos, máximos y medias aritméticas. Para determinar si había diferencias  estadísticamente significativas entre los valores promedio para las variables  peso y talla de los camarones provenientes del cultivo ambiente y de las  pescaderías, así como para las concentraciones de quistes de <I>G. intestinalis</I>  y ooquistes de <I>C. parvum</I> en función de la procedencia de las muestras,  se aplico la prueba U Mann Whitney para muestras independientes. Así mismo,  para establecer la existencia o no de una correlación lineal entre la presencia  de los organismos indicadores de contaminación y la de los enteroparásitos  y bacteriófagos, se llevó a cabo la prueba de correlación de Pearson. Todos  los análisis estadísticos se realizaron en el programa SPSS (versión 17.0  para Windows) y se consideraron significativos cuando p&lt;0,05. </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> <B>Resultados</B> </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Todas los camarones analizados en esta investigación cumplían con las características  organolépticas establecidas en la norma Venezolana que establece los criterios  morfológicos que deben presentar los camarones destinados al consumo humano  (COVENIN 453-93) (15). Todos presentaban aspecto general brillante y húmedo,  cuerpo en curvatura normal, rígida, firme y consistente, caparazón bien  adherido al cuerpo, coloración y olor característico. </FONT></P>      ]]></body>
<body><![CDATA[<P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> El rango del peso y la talla de los camarones fue de 12,4 -18,2 g. (promedio:  15,3 g.) y 10,6 – 18,1 cm (promedio: 14,4 cm), respectivamente (<a href="#tabla 1">Tabla 1</a>).  A pesar de que el análisis estadístico reveló que no existían diferencias  significativas en el peso de los camarones colectados en el Sistema de  Maracaibo y en las pescaderías (<I>p=</I>0,067), si se encontró diferencias en  relación a la talla (<I>p</I>=0,008), la cual fue mayor en los camarones provenientes  de los expendios comerciales. </FONT></P>     <P ALIGN="center"><a name="tabla 1"> <img border="0" src="/img/fbpe/km/v41n1/art03tabl1.jpg"></a></P>     
<P ALIGN="center">&nbsp;</P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Se detectó la presencia de los protozoos parásitos entéricos <I>G. intestinalis</I>  y <I>C. parvum</I> en el 96,9% (126/130) de las muestras de camarones para consumo  humano analizados en esta investigación<I>. </I>Específicamente,<I> </I>se registró un  91,5% (119/130) de positividad para la presencia de <I>G. intestinalis,</I> con  un rango entre 11 y 64 quistes/100 g y una media geométrica de 34,64 quistes/100  g y un 95,3% (124/130) de positividad para la presencia de <I>C. parvum</I>, en  un rango entre 13-64 ooquistes/100 g con una media geométrica de 32,8 ooquistes/100  g. (<a href="#tabla2">Tabla 2</a>); Siendo significativamente mayor la concentración de quistes  de <I>G. intestinalis</I> (p= 0,03) y ooquistes de<I> C. parvum</I> (p= 0,13) detectados  en las muestras provenientes de las pescaderías en comparación con la de  las muestras colectadas en el Sistema de Maracaibo. </FONT></P>     <P ALIGN="center"><a name="tabla2"> <img border="0" src="/img/fbpe/km/v41n1/art03tabl2.jpg"></a></P>      
<P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Los análisis virológicos determinaron la presencia de bacteriófagos de  <I>E. coli</I> F+ en el 100% (130/130) de las muestras de camarones analizadas,  en concentraciones comprendidas entre 3,0&nbsp;x10<SUP>1</SUP> a 2,5 x 10<SUP>4</SUP> UFP/100 g con  un valor promedio de 2,8×10<SUP>3 </SUP>UFP/100 g (<a href="#tabla3">Tabla 3</a>). </FONT></P>     <P ALIGN="center"><a name="tabla3"> <img border="0" src="/img/fbpe/km/v41n1/art03tabl3.jpg"></a></P>      
<P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Del total de las muestras analizadas, el 100% (130/130) fueron positivas  para la presencia de organismos mesófilos aerobios, coliformes totales  y coliformes fecales, en concentraciones promedio de 3,3x10<SUP>6</SUP> NMP/g, 3,5x10<SUP>5</SUP>  NMP/g y 1,1x10<SUP>5</SUP> NMP/g respectivamente, así mismo, se detectó la presencia  de <I>E. coli</I> en el 71,53% (93/130) de las muestras analizadas con una concentración  promedio de 4,3x10<SUP>4</SUP> NMP/g (<a href="#tabla 4">Tabla 4</a>). </FONT></P>     <P ALIGN="center"><a name="tabla 4"> <img border="0" src="/img/fbpe/km/v41n1/art03tabl4.jpg"></a></P>      
<P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> El análisis estadístico de estos datos indicó que no existe una correlación  lineal positiva entre la presencia de los organismos indicadores de contaminación  (MA, CT y CTT) y la presencia de <I>G. lamblia</I> (<I>p</I>= 0,039), <I>C. parvum</I> (<I>p</I>= 0,022)  y los bacteriófagos (<I>p</I>= 0,0066).  </FONT></P>      ]]></body>
<body><![CDATA[<p align="justify">&nbsp;</p>     <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> <B>Discusión</B> </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> La presencia de quistes de <I>G. intestinalis </I>y ooquistes de <I>C. parvum</I> en  las muestras de camarones para consumo humano analizadas en esta investigación,  puede considerarse como un indicador de la existencia de contaminación  fecal de origen humano y/o animal (20) y un peligro potencial para la salud  de los consumidores, si se toman en cuenta aspectos como: su transmisión  por la vía fecal-oral, las bajas dosis infecciosas de estos protozoarios  y los largos períodos de supervivencia de sus formas quísticas en el ambiente  (3). </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> A pesar de que la metodología aplicada en esta investigación, no permite  predecir las implicaciones que los resultados obtenidos pueden tener en  términos de salud pública, es evidente que existe un alto riesgo de adquirir  giardiasis o cryptosporidiosis por el consumo de estos camarones crudos  o pocos cocidos. </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Las diferencias observadas con relación a la talla de los camarones probablemente  se deban a que generalmente son los ejemplares de mayor tamaño los que  son seleccionados y destinados para su comercialización en los expendios  comerciales. Sin embargo, es importante destacar que en ambos casos la  talla de los camarones superaba ampliamente los criterios establecidos  en la norma venezolana, la cual clasifica como grandes aquellos camarones  que superen los 8 cm de largo (15). </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Las elevadas concentraciones de quistes de <I>G. intestinalis </I>y ooquistes  de C. parvum detectadas en las muestras del tracto gastrointestinal de  los camarones analizados en esta investigación sugiere que la contaminación  de los mismos se produjo desde el momento de su cultivo en aguas que presentaban  un alto grado de contaminación fecal. Al respecto, Botero y col., 2007,  en un estudio llevado a cabo en las mismas zonas de sistema de Maracaibo  de donde fueron extraídos los camarones analizados en esta investigación,  reportaron la presencia de <I>G. intestinalis </I>y <I>C. parvum</I> en el 100% de las  muestras de agua analizadas, en concentraciones promedio de 0,56 quistes/L  y 0,54 ooquistes/ L, respectivamente (21). </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> El hecho de que se hayan detectado concentraciones de <I>G. intestinalis </I>y  <I>C. parvum </I>significativamente mayores en las muestras provenientes de las  pescaderías, en comparación con las colectadas directamente del Sistema  del Lago de Maracaibo, sugiere que también puede introducirse una carga  contaminante adicional durante su manipulación a través de la cadena de  comercialización (9, 13). </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> La presencia de los protozoos parásitos entéricos <I>Giardia</I> y <I>Cryptosporidium</I>  ya ha sido reportada en muestras de moluscos y mariscos para consumo humano  en Europa (8-11) y los Estados Unidos de Norteamérica (12-14), sin embargo,  todas estas investigaciones han sido llevadas a cabo en almejas, ostras  y mejillones. En Venezuela, el único trabajo disponible acerca de la presencia  de parásitos en este tipo de alimentos es el realizado por Díaz y col.,  en el 2007 (22), quienes reportaron la presencia de <I>Entamoeba histolytica</I>/<I>Entamoeba  dispar, Entamoeba coli, Entamoeba hartmanii, Giardia </I>sp., <I>Iodamoeba </I>sp.,  <I>Blastocystis </I>sp. y ooquistes de <I>Cryptosporidium </I>sp en muestras de la almeja  <I>Polymesoda </I>sólida extraídas del Sistema de Maracaibo. </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> En este trabajo se reporta la presencia de los protozoarios enteropatógenos  <I>G. intestinalis</I> y <I>C. parvum</I> en muestras de camarones provenientes del Sistema  de Maracaibo, región considerada como la de mayor producción de camarones  en Venezuela, y de la cual son extraídos para su comercialización y consumo  humano, no solo en este país, sino en otros países donde son exportados  (2). </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> A pesar de que los bacteriófagos de <I>E. coli</I> <I>per se</I> no son virus patógenos  de humanos, su presencia en los camarones analizados en esta investigación  puede considerarse como un indicador de la posible presencia de otros virus  entéricos patógenos para los humanos como el virus de la Hepatitis A, Adenovirus  40 y 41, Enterovirus, Calicivirus y Rotavirus (23,24). </FONT></P>      ]]></body>
<body><![CDATA[<P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> En trabajos previos llevados a cabo en el estado Zulia, ya se ha demostrado  la presencia de contaminación con los virus entéricos Enterovirus y Calicivirus  en camarones extraídos del Sistema de Maracaibo (25). Estos resultados,  aunado al 100% de positividad para la presencia de bacteriófagos demostrado  en esta investigación, sugiere que la presencia de contaminación viral  en los camarones del Sistema de Maracaibo, no son un evento aislado, sino  que por el contrario, es un problema de contaminación diseminado, que puede  involucrar más de un tipo de patógeno viral, con las consecuentes implicaciones  que sobre la salud de la población esto puede tener. </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Los resultados de los análisis bacteriológicos llevados a cabo en esta  investigación demuestran que la ausencia de indicadores de contaminación  fecal no indica necesariamente la ausencia de patógenos en este tipo de  muestras, y que camarones que actualmente son clasificados como aptos para  su comercialización y consumo humano, pueden representar una fuente potencial  de infección por <I>G. intestinalis </I>y <I>C. parvum</I>, e incluso otros patógenos  entéricos (virus y/o bacterias). </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> En Venezuela, la única norma relacionada con la calidad de camarones es  la COVENIN 453-93 (15) la cual contempla los requisitos microbiológicos  para camarones crudos y cocidos congelados, estableciendo valores máximos  de 1 X 10<SUP>7 </SUP>UFC/g de mesófilas aerobios y 5,0 x 10<SUP>2</SUP> NMP/g de coliformes  fecales<SUP> </SUP>para camarones crudos congelados. De acuerdo a esta normativa el  94,6% (123/130) de las muestras analizadas incumplían los estándares de  calidad sanitaria y solo el 5,3% (7/130), eran aptas para el consumo humano.  Sin embargo, es preciso destacar que en el 100% (130/130)<I><B> </B></I>de las muestras  aptas se detectó la presencia de <I>G. intestinalis, C. parvum </I>y de bacteriófagos  de<I> E. coli </I>F+. </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Estos resultados concuerdan con lo ya reportado en diversos estudios llevados  a cabo a nivel mundial, en los cuales se ha demostrado que los organismos  indicadores de contaminación no son buenos indicadores de la presencia  o ausencia de parásitos y virus entéricos en moluscos y otros alimentos  (23,26-28) y dejan en evidencia la necesidad de la inclusión de un parámetro  parasitológico y viral en el monitoreo de la calidad e inocuidad de los  camarones destinados al consumo humano. </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Teniendo en cuenta lo anterior, la calidad e inocuidad de alimentos como  los camarones, no sólo dependerá del control de su procesamiento y comercialización,  sino principalmente de la protección de los ecosistemas naturales que funcionan  como bancos naturales de producción y fuentes de abastecimiento. Por lo  tanto, para lograr el control de la transmisión de enfermedades por consumo  de este tipo de alimentos, es necesario el establecimiento de un sistema  de múltiples barreras, en el que se incluya además la vigilancia y monitoreo  continuo de la presencia de parásitos y virus enteropatógenos. </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> <B>Agradecimientos</B> </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Este trabajo de Investigación fue posible gracias al apoyo financiero otorgado  por el Consejo de Desarrollo Científico y Humanístico de la Universidad  del Zulia (CONDES-LUZ) y el apoyo logístico del Centro de Investigaciones  del Agua de la Facultad de Ingeniería de la Universidad del Zulia. </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> <B>Referencias</B> </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> (1) </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> FAO. ©&nbsp;2006-2013. National Aquaculture Sector Overview. Visión general del  sector acuícola nacional - Venezuela (República Bolivariana de). National  Aquaculture Sector Overview Fact Sheets. <I>Departamento de Pesca y Acuicultura  de la FAO</I> [en línea]. Roma. Actualizado 1 February 2005. [Consultado 22  de abril de 2013].  <a href="Http://www.fao.org/fishery/countrysector/naso_venezuela/es">Http://www.fao.org/fishery/countrysector/naso_venezuela/es</a>&nbsp; </FONT></P>      ]]></body>
<body><![CDATA[<P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> (2) </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> ORGANIZACIÓN DE LAS NACIONES UNIDAS PARA LA AGRICULTURA Y LA ALIMENTACIÓN  (FAO). 2012. Anuario FAO de estadísticas de Pesca y Acuicultura del año  2010. <I>Departamento de Pesca y Acuicultura de la FAO</I> [en línea]. Roma. Actualizado  2012. Disponible en línea  <a href="ftp://ftp.fao.org/FI/CDrom/CD_yearbook_2010/root/aquaculture/yearbook_aquaculture.pdf">ftp://ftp.fao.org/FI/CDrom/CD_yearbook_2010/root/aquaculture/yearbook_aquaculture.pdf</a>&nbsp; ,  consultado 22 de abril de 2013 </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> (3) </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Dumètre A, Aubert D., Puech PH., Jeanne H., Asas N., Villena I. Interaction  Forces Drive the Environmental Transmission of Pathogenic Protozoa. <I>Appl  Environ. Microbiol. </I>2012; 78:905-912 </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> (4) </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Pina S, Puig M, Lucena F, Jofre J, Girones R. Viral pollution in the environment  and in shellfish: human adenovirus detection by PCR as an index of human  viruses<I>. </I>Appl. Environ. Microbiol 1998; 64(9): 3376-3382. </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> (5) </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Valiente C., Mora D. El papel del agua para consumo humano en los brotes  de diarrea reportados en el periodo 1999-2001 en Costa Rica. Rev costarric  de salud pública 2002; 11 (20): 26-40. </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> (6) </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Barón M., Solano L., Páez M., Pabón M. Estado nutricional de hierro y parasitosis  intestinal en niños de Valencia, Estado Carabobo, Venezuela. An Venez Nutr  2007; 20 (1): 5-11. </FONT></P>      ]]></body>
<body><![CDATA[<P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> (7) </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Freites A., Colmenares D., Pérez M., García M., Suárez-Díaz O. Infección  por<I> Cryptosporidium sp </I>y otros parásitos intestinales en manipuladores  de alimentos del estado Zulia, Venezuela. Invest Clín 2009; 50 (1): 13–21.    <BR>  </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> (8) </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Gómez M., Ortega L., Tabares E., López V., Costas E. Detection of Infectious  <I>Cryptosporidium parvum</I> Oocysts in Mussels (<I>Mytilus galloprovincialis</I>) and  Cockles (<I>Cerastoderma edule</I>). <I>Appl Enviro Microbiol</I> 2000; 66: 1866–1870.   </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> (9) </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Gómez H., Freire F., Martínez J., García O., Ares M. Contamination of bivalve  molluscs by Cryptosporidium oocysts: the need for new quality control standards.<I>  Int J Food Microbiol </I>2003; 87: 97-105. </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> (10) </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Graczyk T., Conn D., Lucy F., Minchin D., Tamang L., Moura L., daSilva  A. Human waterborne parasites in zebra mussels (Dreissena polymorpha) from  the Shannon river drainage area, Ireland. <I>.Parasitol Res 2004;</I> 93: 385-391. </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> (11) </FONT></P>      ]]></body>
<body><![CDATA[<P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Molini U., Traversa D., Ceschia G., Iorio R., Boffo L., Zentilin A., Capelli  G., Giangaspero A. Temporal occurrence of Cryptosporidium in the Manila  clam Ruditapes philippinarum in northern Adriatic Italian Lagoons. <I>J Food  Prot</I> 2007; 0: 494–499.  </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> (12) </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Fayer R., Trout J., Lewis E., Xiao L., Lal A., Jenkins M., Graczyk T. Temporal  variability of Cryptosporidium in the Chesapeake Bay. <I>Parasitol Res 2002;  </I>88: 998–1003.  </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> (13) </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Fayer R., Trout J., Lewis E., Santin M., Zhou L., Lal A., Xiao L. Contamination  of Atlantic coast commercial shellfish. <I>Parasitol Res 2003&nbsp;; </I>89: 141–145.   </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> (14) </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Miller W., Miller M., Gardner I., Atwill E., Harris M., Ames J., Jessup  D, Melli A., Paradies D., Worcester K., Olin P., Barnes N., Conrad P. New  genotypes and factors associated with <I>Cryptosporidium</I> detection in mussels  (<I>Mytilus</I> spp.) along the California coast. <I>Int J for Parasitol 2005;</I> 35:  1103–1113.  </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> (15) </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> NORMA VENEZOLANA COVENIN 453-93. Camarones congelados. Comisión venezolana  de normas industriales. Ministerio de Fomento. Fondonorma. 1993.  </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> (16) </FONT></P>      ]]></body>
<body><![CDATA[<P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> NORMA VENEZOLANA COVENIN 1126-89. Alimentos. Identificación y Preparación  de Muestras para el Análisis Microbiológico (1<SUP>era</SUP> revisión). Comisión Venezolana  de Normas Industriales Ministerio de Fomento. Fondonorma. 1989.    <BR>  </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> (17) </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Gómez H., Méndez F., Ares E. Levels of detection of Cryptosporidiumoocysts  in mussels ( Mytilus galloprovincialis) by IFA and PCR methods.Vet Parasitol  2006; 141: 60-65. </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> (18) </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> AMERICAN PUBLIC HEALTH ASSOCIATION (APHA). “Standard Methods for the Examination  of Water and Wastewater”. 19 th Edition. Washington, USA. APHA, AWWA, WPCF.  Inc, 1998. </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> (19) </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Wallace H., Geraldine A. Food and Drug Administration - Bacteriological  Analytical Manual. AOAC. Chapter 1. 8<SUP>ed</SUP>. Bethesda: AOAC International,  1995. 101-109. </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> (20) </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Giangaspero A., Cirillo R., Lacasella V., Lonigro A., Marangi M., Cavallo  P., Berrilli F., Di Cave D., Brandonisio O. Giardia and Cryptosporidium  in inflowing water and harvested shellfish in a Lagoon in Southern Italy  . Parasitol Int 2009; 58(1): 12-17. </FONT></P>      ]]></body>
<body><![CDATA[<P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> (21) </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Botero L, Grau de Marín C., Morillo N, Cavazza M., Montiel M, Bracho M.  “Presencia de Bacterias Enteropatógenas indicadoras de contaminación y  Virus entéricos en moluscos bivalvos, camarones, sedimento y aguas de los  bancos de producción de estos organismos en el estado Zulia”. Informe final  del proyecto del Fondo Nacional de Ciencia, Tecnología e Innovación de  Venezuela FONACIT S-I 2002000375. 2007. </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> (22) </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Díaz S., Cabrera L., García De Severyn Y., Estévez J. ¨Parásitos protozoarios  en la almeja <I>Polymesoda solida</I> (<I>Bivalvia: Corbiculidae</I>) presente en el  Lago de Maracaibo, Venezuela. Ciencia 2007; 15(2): 172-181. </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> (23) </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Flannery J., Keaveney S., Rajko-Nenow P., O’Flaherty V., Doré W. Concentration  of Norovirus during Wastewater Treatment and Its Impact on Oyster Contamination.  <I>Appl Environ Microbiol </I>2012; 78:3400-3406. </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> (24) </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Kenneth Baker, Jill Morris, Noel McCarthy, Luisa Saldana, James Lowther,  Andrew Collinson, and Michael Young. An outbreak of norovirus infection  linked to oyster consumption at a UK restaurant, February 2010. <I>J Public  Health </I>2011; 33(2): 205-211. </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> (25) </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Botero, L.; Bracho, M.; Montiel, M. Virus Entéricos, Bacterias Enteropatógenas  y Organismos Indicadores de Contaminación en Camarones y en el Agua y el  Sedimento de sus Bancos Naturales de Producción. Ciencia 2009; 17(1), 14-24. </FONT></P>      ]]></body>
<body><![CDATA[<P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> (26) </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Gómez H., Freire S., Amar C., Grant K., Williamson K., Ares M., McLauchlin  J. Detection of Cryptosporidium and Giardia in molluscan shellfish by multiplexed  nested-PCR. Int J Food Microbiol 2004; 91(3):  279-288. </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> (27) </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Robertson L. The potential for marine bivalve shellfish to act as transmission  vehicles for outbreaks of protozoan infections in humans: A review. Int  J Food Microbiol 2007; 120(3): 201-216. </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> (28) </FONT></P>  <font face="Verdana" size="2">  <A NAME="arti-2"></A></font>    <P ALIGN="justify"> <FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Smith H., Caccio S., Cook N., Nichols R., Tait A. Cryptosporidium and Giardia  as foodborne zoonoses. Vet Parasitol 2007; 149(1-2): 29-40. </FONT></P>       ]]></body>
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