AVANCES EN EL DISEÑO CONCEPTUAL DE FOTOBIORREACTORES PARA EL CULTIVO DE MICROALGAS

Coral Contreras-Flores, Julián Mario Peña-Castro, Luis Bernardo Flores-Cotera y Rosa Olivia Cañizares-Villanueva 

Coral Contreras-Flores. Ingeniero Bioquímico, Instituto Tecnológico de Celaya, México. Estudiante de Maestría, Laboratorio de Biotecnología de Microalgas, Departamento de Biotecnología y Bioingeniería, CINVESTAV-IPN. México.

Julián Mario Peña-Castro. Maestro en Ciencias en Biotecnología y Estudiante de Doctorado, CINVESTAV-IPN. Departamento de Biotecnología y Bioingeniería, CINVESTAV-IPN. México.

Luis Bernardo Flores-Cotera. Doctor en Ciencias Bioquímicas, Universidad Nacional Autónoma de México. Profesor, Departamento de Biotecnología y Bioingeniería, CINVESTAV-IPN, México.

Rosa Olivia Cañizares-Villanueva. Doctor en Ciencias en Ecología, Instituto Politécnico Nacional. Profesora, CINVESTAV-IPN. Dirección: Laboratorio de Biotecnología de Microalgas, Departamento de Biotecnología y Bioingeniería, CINVESTAV-IPN. Av. IPN 2508, C.P. 07360 D.F., México. e-mail: rcanizar@mail.cinvestav.mx.

Resumen

Durante la década pasada se han usado múltiples diseños de fotobiorreactores para el cultivo de organismos fotoautotróficos microscópicos como microalgas y cianobacterias. Los avances en el diseño de estos sistemas han permitido mejorar notablemente la densidad celular, la productividad y por ende la economía de los cultivos para distintos fines. En este trabajo se revisan diferentes aspectos del diseño de fotobiorreactores, tanto aquellos que implican el aprovechamiento adecuado de la energía luminosa (ciclos luz-oscuridad, trayectoria de la luz y geometría de fotobiorreactores) como los basados en conceptos fisiológicos (fotoinhibición por oxígeno, cultivos de alta densidad celular, ultra alta densidad celular, heterotrofía y mixotrofía). Se presentan las principales aplicaciones de los diferentes diseños, en la producción de compuestos de alto valor agregado y su uso potencial en la biotecnología ambiental.

Durante a década passada se tem usado múltiplos desenhos de foto bio reatores para o cultivo de organismos foto autotróficos microscópicos como microalgas e cianobactérias. Os avanços no desenho destes sistemas tem permitido melhorar notavelmente a densidade celular, a produtividade e por isto a economia dos cultivos para distintos fins. Neste trabalho se revisam diferentes aspectos do desenho de foto bio reatores, tanto aqueles que implicam o aproveitamento adequado da energia luminosa (ciclos luz-escuridão, trajetória da luz e geometria de foto bio reatores) como os baseados em conceitos fisiológicos (foto inibição por oxigênio, cultivos de alta densidade celular, ultra-alta densidade celular, heterotrofia e mixotrofia). Apresentam-se as principais aplicações dos diferentes desenhos, na produção de compostos de alto valor agregado e seu uso potencial na biotecnologia ambiental.

Recibido: 20/03/2003. Aceptado: 29/07/2003

En la década de 1950 se postuló por primera vez que el empleo de luz solar y agua marina, para obtener cultivos masivos de microalgas ricas en proteína de alta calidad, podría ser una buena alternativa para obtener alimento para el ser humano (Becker, 1994). Durante los años 60 y 70, diversos grupos de investigación tanto de países desarrollados como en vías de desarrollo, dedicaron esfuerzos a intentar lograr rendimientos de biomasa que pudieran equipararse a los obtenidos con microorganismos no autótrofos (principalmente levaduras). En el transcurso de los años se pudieron diversificar las áreas donde las microalgas eucariotas (Vilchez et al., 1997) y cianobacterias (Morales et al., 2002; Prosperi, 2000) cultivadas masivamente tienen aplicaciones prometedoras, especialmente en la producción de compuestos químicos "finos" y combustibles, en el tratamiento de aguas residuales, como intercambiadores iónicos y biofertilizantes, para la obtención de compuestos terapéuticos o aplicados a la terapéutica, y como alimento de consumo humano o animal. Sin embargo, la productividad teórica estimada de 100 toneladas anuales por hectárea de cultivos microalgales (Richmond, 2000), no pudo ser alcanzada ni siquiera en los laboratorios de investigación, sino hasta principios de la década de los 90. Una limitante para lograr los estimados teóricos se debió a que el sistema en carrusel, que inicialmente fue el mejor sistema para desarrollar cultivos en masa por su facilidad de construcción y operación, paradójicamente resultó inapropiado como punto de partida para el desarrollo de sistemas de cultivo de alta productividad (Richmond, 2000). El cultivo intensivo de microalgas ha sido posible en gran medida gracias al desarrollo de nuevos diseños de fotobiorreactores. A continuación se revisan los avances que han tenido lugar en este campo, principalmente durante la última década.

Existen dos diseños básicos para la producción de microorganismos fotoautotróficos (Grobbelaar, 2000), los sistemas abiertos en los que el cultivo está expuesto a la atmósfera y los sistemas cerrados, comúnmente denominados fotobiorreactores, en los que el cultivo tiene poco o ningún contacto con la atmósfera. La mayoría de los sistemas de producción industrial de biomasa de microalgas construidos antes de los años 90 fueron esencialmente sistemas abiertos tipo carrusel (Figura 1), que permiten alcanzar densidades celulares de hasta 0,7g de células (base seca) por litro. Estos sistemas, constituidos por canales poco profundos (nivel de agua de 15-20cm) en forma de circuito cerrado, en los que el medio de cultivo es impulsado mediante paletas rotatorias, generalmente requieren de grandes áreas de terreno (500-5000m2), pero tienen como ventaja el bajo costo de producción de biomasa algal en algunas zonas geográficas específicas. Sin embargo, el perfeccionamiento de esta tecnología hace tiempo llegó a su límite, restringiendo así el desarrollo de la biotecnología de microalgas. La baja densidad celular origina varios inconvenientes, incluyendo baja productividad, fácil contaminación, costosa recuperación del producto de medios diluidos y dificultad para el control de la temperatura. Estos inconvenientes estimularon el desarrollo de fotobiorreactores construidos con materiales transparentes como vidrio y policarbonato, entre otros materiales. Los primeros fotobiorreactores fueron propuestos por Pirt et al., (1983), Gudin y Chaumont (1983), y Torzillo et al., (1986). En la última década los fotobiorreactores tubulares y de placas planas (Figura 1) han recibido, entre otros, mucha atención, ya que permiten establecer cultivos de alta densidad celular, 3 o más veces en comparación con los sistemas convencionales de carrusel. Esto tiene ventajas como 1) facilidad para cosechar la biomasa, 2) mantenimiento del cultivo sin contaminación, 3) mejor control de las condiciones de cultivo y 4) menor inversión de capital en el fotobiorreactor. Este último factor es un elemento importante en el costo de producción de productos derivados de microalgas.

La curva dosis-respuesta describe lo que sucede cuando la luz es el factor limitante y todas las células reciben la misma cantidad de energía luminosa, como sucede en una capa celular delgada o en cultivos de muy baja densidad celular. Sin embargo, estos conceptos aunque generales no describen la realidad en la gran mayoría de los cultivos que se desarrollan en el laboratorio o a gran escala, en especial si se trata de cultivos de alta densidad celular (>3g/l; Javanmardian y Palsson, 1991). Bajo ciertas condiciones, los cultivos con mayor densidad celular, son capaces de utilizar la luz incidente con mayor eficiencia en comparación con cultivos convencionales diluidos. Por ejemplo, en cultivos de Spirulina en los que se optimiza cuidadosamente la densidad celular, no se observa una disminución significativa de la eficiencia al aumentar la intensidad de la luz incidente. Es decir, la fotoinhibición puede no presentarse aún en cultivos expuestos a intensidades de luz elevadas. Esto en gran medida se debe a una dilución de la luz, como resultado del autosombreado, más marcado entre las células conforme aumenta la densidad celular. Un exceso de luz a una densidad de 1,8g/l, puede resultar óptimo para un cultivo a 16g/l en el cual cada célula recibe una porción menor de la luz incidente (Hu et al., 1996a). Siempre que la densidad celular aumenta con relación a la luz incidente, el cultivo no alcanza a saturarse por completo. Entonces, la inhibición del crecimiento por un exceso de luz (fotoinhibición) implica en esencia que la densidad celular no se ajusta a la intensidad de la fuente de luz. Sólo en estos casos se puede apreciar una disminución significativa de la eficiencia al aumentar la intensidad de iluminación. La omisión de estos conceptos condujo a que el diseño de sistemas comerciales frecuentemente se basara sólo en los cálculos de profundidades para evitar la digestión anaerobia del cultivo y en los cálculos de potencia de las paletas rotatorias para imprimir movimiento al cultivo, hasta el límite de esfuerzo de corte tolerado por la microalga en cuestión (Ogbonna y Tanaka, 2000).

En cultivos de microorganismos fotoautótrofos en los que otros factores no son limitantes, la disponibilidad de luz determina la intensidad a la que se realiza la fotosíntesis y, como consecuencia, determina también la velocidad de crecimiento (µ). Sin embargo, en todos los sistemas de cultivo, las células más cercanas a la superficie iluminada impiden la penetración de la luz hacia el seno del medio de cultivo y producen un efecto de sombreado sobre las células más alejadas de la superficie. En algunos cultivos se ha estimado que la luz penetra solo de 1 a 2mm más allá de la superficie, de manera que la zona fótica representa solo una pequeña fracción (10-30%) del volumen total del cultivo (Figura 3). Debido a que el medio de cultivo está en constante movimiento, las células solo son expuestas por breves instantes a la luz, en ciclos que pueden durar desde milisegundos a unas cuantas décimas de segundo. En condiciones reales, el factor que determina la actividad fotosintética es la cantidad de energía disponible para cada célula individual, más que la cantidad de energía luminosa incidente (Lu y Vonshak, 1999).

Los parámetros que pueden considerarse como básicos para describir la disponibilidad de energía bajo una iluminación intermitente son dos, la relación de los periodos luz/oscuridad (L/O) y la frecuencia de los ciclos L/O. Estos, junto con la intensidad de la luz y la trayectoria de la luz en el reactor, que se describirá más adelante, establecen en gran medida el régimen de iluminación, el cual es un indicador de la disponibilidad de luz para una célula individual (Fernández et al., 2002). Para asegurar la máxima actividad fotosintética y la mejor utilización de la luz incidente, se requiere de un régimen de iluminación óptimo. No obstante, a pesar de su importancia, éste no puede determinarse cuantitativamente, razón por la cual es común usar los parámetros citados antes para caracterizar la incidencia de luz en los fotobiorreactores.

Debido a que una condición necesaria para el éxito comercial de una biotecnología es tener una productividad alta y consistente, los diferentes tipos de fotobiorreactores se comparan con frecuencia en base a su productividad por unidad de volumen de reactor (g de biomasa/m3·día), a su productividad por unidad de área ocupada de reactor (g/m2·día) y a la productividad por área iluminada de reactor (g/m²·día), siendo la primera la más utilizada. En un cultivo continuo la productividad volumétrica (Pv) es proporcional a la velocidad específica de crecimiento y a la concentración celular x (Pv= µ·x). Así, para lograr una alta productividad se deben mantener altas densidades celulares, pero sin que la velocidad de crecimiento disminuya significativamente, por ejemplo debido a un mayor sombreado entre células. La factibilidad de esto depende, como ya se discutió, de un suministro adecuado de luz a las células, pero además se requiere alinear cuidadosamente las condiciones ambientales en el reactor con las necesidades de la cepa seleccionada. Independientemente de la configuración del fotobiorreactor se deben considerar además de los factores ya discutidos que afectan el suministro de luz, otros fundamentales como el mezclado, el autosombreado entre las células, el suministro de nutrientes (incluyendo CO₂), el control de la temperatura y la remoción del O₂ producido fotosintéticamente. Algunos requerimientos del cultivo como lo son el suministro de nutrientes y el control de la temperatura, son relativamente fáciles de cubrir (Morita et al., 2002), pero otros como el suministro de luz, además de ser crítico, es difícil de controlar. En especial la consideración cuidadosa del mezclado, el autosombreado y la remoción del O₂ es importante para lograr altas productividades.

A continuación se discuten los efectos del mezclado y de la densidad celular, que son factores que juegan también un papel crucial en el régimen de iluminación y que de ninguna manera pueden considerarse menos importantes que la trayectoria de la luz o que la intensidad de luz.

El mezclado favorece el intercambio gaseoso, evita la sedimentación de células, la formación de gradientes de condiciones ambientales y de concentración de nutrientes, pero su función principal es permitir que todas las células puedan acceder a las zonas iluminadas en un fotobiorreactor (Ogbonna y Tanaka, 2000; Ugwu et al., 2002). El mezclado puede inducirse de muy diversas formas; sin embargo, los sistemas basados en la aireación del cultivo con aire comprimido (columnas burbujeadas o airlift), se usan comúnmente por su sencillez y porque pueden diseñarse para inducir un esfuerzo de corte pequeño que no cause daño mecánico a las células (Richmond et al., 1993; Sánchez et al., 2000).

El tiempo que las células permanecen en zonas iluminadas y la frecuencia con la que son iluminadas (frecuencia de los ciclos L/O) dependen de la trayectoria de la luz, pero al mismo tiempo dependen del mezclado del medio de cultivo (Grobbelaar, 1994). En un mismo fotobiorreactor es posible establecer diferentes condiciones de mezclado para manipular el régimen de iluminación y así la tasa de fotosíntesis. Richmond (1996) ha reportado que la eficiencia fotosintética disminuye al aumentar la intensidad luminosa en cultivos de baja densidad celular con una aireación de 0,6l de aire/l-min. En cambio, a una densidad celular óptima y una aireación de 4,2l/l-min, las eficiencias fueron similares a pesar de aumentar la intensidad de luz en un factor de 4. Adicionalmente, al aumentar la aireación de 0,6 a 4,2l/l-min la productividad aumentó al doble. En cultivos de alta densidad celular en los que se utilizan niveles de iluminación como los que se presentan típicamente al mediodía, con frecuencia se reportan aumentos de la productividad al aumentar la intensidad de mezclado. Por ello, para lograr una alta productividad y un aprovechamiento óptimo de la luz, Richmond (1996) recomienda una iluminación intensa (mediodía), el uso de reactores con una trayectoria de la luz pequeña, y un mezclado vigoroso hasta donde lo permita la fragilidad de las células. Por otra parte, Grobbelaar (1994, 2000) determinó experimentalmente la contribución de los ciclos L/O y de la transferencia de nutrientes, y concluyó que los dos componentes del mezclado actúan sinérgicamente sobre la productividad. Una frecuencia alta o mediana de ciclos L/O ayuda a evitar la fotoinhibición, aún a niveles elevados de iluminación, debido a que las células no están expuestas permanentemente a la luz (Grobbelaar, 1994). La tasa de fotosíntesis y la productividad de los cultivos aumentó al aumentar la frecuencia de los ciclos L/O en el intervalo de 0,05-5000Hz. La metodología empleada podría adecuarse para optimizar los ciclos L/O en diferentes especies de algas.

El mezclado de un cultivo permite una utilización óptima de la luz y un "mejor régimen de iluminación", sin embargo, puede también causar daño a las células. La fragilidad celular es con frecuencia un factor que limita la intensidad de mezclado que puede aplicarse a un cultivo. En virtud de que la fragilidad celular y las características fotosintéticas entre otros factores pueden variar de cepa a cepa, los niveles óptimos de mezclado dependerán de cada especie cultivada (Gudin y Chaumont, 1991).

La elección del método para circular el líquido es otra consideración importante en el diseño de fotobiorreactores. Las paletas rotatorias, las bombas de tornillo, rotatorias o de desplazamiento positivo, y en general cualquier método mecánico, tiene la desventaja de producir importantes esfuerzos de corte y daño celular. Por ello, en fotobiorreactores tubulares dispuestos horizontalmente, es común usar el método hidroneumático basado en el principio airlift. (Richmond et al., 1993; Sánchez et al., 2000). La velocidad del medio de cultivo en los tubos tiene que ser suficiente para asegurar un flujo turbulento que evite el crecimiento en la pared del tubo o la sedimentación de las células por una parte, y por otra que asegure un régimen de iluminación favorable para establecer una fotosíntesis intensa (Gudin y Chaumont, 1991, Camacho et al., 1999; Molina et al., 1999). Una baja velocidad de circulación del líquido (<15cm/s) casi siempre produce crecimiento en la pared y posiblemente inhibición del crecimiento por altas concentraciones de O₂ disuelto. Una velocidad de líquido en los tubos de 30-50cm/s es apropiada en la mayoría de los casos.

Una tecnología que surgió a finales de los años 80 fue la de cultivos algales de Alta Densidad Celular (ADC) y Ultra Alta Densidad Celular (UADC), que implican mantener concentraciones celulares superiores a 3g/l de biomasa para los primeros (Lee y Palsson, 1994) y de 15 a 80g/l para los segundos, ambos en base seca (Hu et al., 1996a, b; 1998). Al aumentar la densidad celular es posible evitar la fotoinhibición, aún a altas intensidades de luz incidente, pero por otro lado los efectos de sombreado entre las células se vuelven más severos debido a que la luz penetra menos en cultivos densos en comparación con cultivos de menor densidad. Cuando el suministro de nutrientes y las condiciones ambientales no son limitantes, el mezclado es determinante para la eficiencia fotosintética y la productividad a densidades celulares por encima de 3g/l. Altas densidades celulares solo son posibles mediante una combinación de alta intensidad de luz, una trayectoria de la luz pequeña (1-5cm) y un mezclado vigoroso inducido por burbujas de aire (Javanmardian y Palsson, 1991). Hu et al. (1996b) midieron la relación entre las fluorescencias variable y máxima de la clorofila, que es un indicador de la integridad de los fotosistemas. En células mantenidas a varias densidades celulares encontraron que la cantidad de energía luminosa que para células en cultivos de menor densidad celular es sumamente tóxica, para las de cultivos de mayor densidad es óptima.

Una dificultad adicional de los cultivos a altas densidades celulares es que las microalgas secretan sustancias autoinhibitorias (Richmond, 2000). En consecuencia, la producción microalgal a alta densidad celular requiere de una solución práctica al problema de la acumulación de estas substancias. El desarrollo tanto de cultivos de ADC como de UADC fue posible gracias a los avances ya descritos en materia de fotobiorreactores, pero adicionalmente a la inclusión de etapas de ultrafiltración o filtración en lote o semicontinuas que permitieron la eliminación de sustancias autoinhibitorias y la adición de medio fresco. Concentraciones de hasta 80g/l se han obtenido en reactores verticales con una trayectoria de la luz pequeña, una agitación vigorosa y con remoción de substancias autoinhibitorias. Hasta ahora la remoción de estas substancias ha sido semicontinua y externa al fotobiorreactor en cultivos de UADC. Recientemente se han utilizado membranas de ultrafiltración sumergidas en el medio de cultivo, para la recuperación continua del pigmento marenina producido por una diatomea (Rossignol et al., 2000), idea que podría ser de interés para el desarrollo de otras tecnologías en las que la ultrafiltración continua sea deseable.

Para lograr cultivos de UADC se han utilizado diversas geometrías de fotobiorreactores y fuentes de iluminación, tales como reactores planos verticales con lámparas fluorescentes de luz blanca (Hu et al., 1998), reactores iluminados cuasi-internamente por diodos (Lee y Palsson, 1994), reactores iluminados internamente mediante fibra óptica (Javanmardian y Palsson, 1991), y reactores planos inclinados con iluminación solar mantenidos en exteriores (Hu et al., 1996b). Una comparación de los rendimientos logrados en diferentes sistemas se presenta en la Tabla I.

Una ventaja de mantener cultivos de UADC es la disminución de la respiración nocturna, en la cual la célula consume O₂ y oxida los carbohidratos endógenos acumulados durante el día. La pérdida de peso celular puede llegar a ser de hasta 50% en el sistema de carrusel, mientras que en UADC la pérdida puede ser menor del 5% debido a que la alta densidad celular reduce de manera importante la disponibilidad de O2 que cada célula puede utilizar en la respiración (Hu et al., 1996b). Por otra parte, en cultivos de UADC el contenido proteico de las células puede ser inferior en un 40% con respecto a células crecidas a baja densidad celular. Si se piensa utilizar el producto como fuente de proteínas en alimento humano o animal esto podría representar una desventaja. No obstante, los rendimientos celulares son tan altos, que la ganancia en productividad proteica de células con 35% de proteína crecidas a alta densidad es positiva en más de un orden de magnitud en comparación con células con 55% de proteína crecidas a una densidad baja (Hu et al., 1996b).

Para escalar fotobiorreactores planos, usualmente se aumenta la capacidad del cultivo con unidades conectadas en serie o "cascada" (Hu et al., 1996a). En el caso de reactores tubulares y de serpentín, el escalamiento se hace aumentando la longitud de la tubería. Cuando se usan solo estos criterios de escalamiento, la acumulación de O₂ disuelto puede representar un fuerte obstáculo para el crecimiento de las algas. Altos niveles de O₂ disuelto en el medio de cultivo causan inhibición de la fotosíntesis (Camacho et al., 1999) y en condiciones extremas pueden incluso causar la muerte de las células por daño oxidativo. En cultivos algales mantenidos en exteriores en reactores planos inclinados, se pueden alcanzar concentraciones de hasta 9,5mg/l de O₂ durante las horas de mayor energía radiante, lo que representa 30% más que la concentración de saturación de O₂ (Hu et al., 1996a). En los reactores tubulares horizontales la concentración alcanzada puede ser aún mayor (Camacho et al., 1999), por lo que usar la longitud de la tubería como único parámetro de escalamiento de fotobiorreactores puede conducir a una falla total de las plantas diseñadas. Este error fue frecuente en los años 80 y condujo a creer en la imposibilidad de escalar procesos algales fuera de la opción de los sistemas de tipo carrusel (Richmond, 2000). La remoción del O₂ producido fotosintéticamente es una necesidad al escalar reactores cerrados. En los reactores tubulares horizontales, una estrategia común es instalar etapas de aireación tipo airlift para remover por desorción el O₂ del medio de cultivo. Después de estar en contacto con el medio de cultivo, el aire enriquecido con O₂ puede separarse del líquido en un desgasificador. El tiempo entre etapas de aireación depende de la velocidad lineal del medio de cultivo, de la distancia entre etapas de aireación y de la velocidad de fotosíntesis (Richmond et al., 1993).

Cuando se lleva a cabo el escalamiento de fotobiorreactores, el pH del medio de cultivo puede variar significativamente. En reactores tubulares, el pH al final del tubo se eleva al disminuir la concentración de CO₂ debido al consumo algal. La concentración de CO₂ puede ser controlada mediante su inyección en las zonas donde la concentración ya no permite la capacidad fijadora máxima. El pH se controlará al mismo tiempo debido al conocido equilibrio del CO₂ con el agua (Camacho et al., 1999).

De la discusión anterior se pueden proponer varias recomendaciones para el diseño de fotobiorreactores:

1- La trayectoria de la luz debe ser pequeña (2,5cm)

2- Mantener una alta densidad celular (>8-15g/l)

3- Un mezclado vigoroso para asegurar ciclos L/O de alta frecuencia

4- Usar tramos cortos de tubería (20-30m) para evitar inhibición del crecimiento por acumulación de O₂

5- Evitar acumulación de substancias inhibitorias

6- Mantener temperatura y pH óptimos

Las microalgas han sido reconocidas como fuentes de compuestos químicos "finos" de alto valor agregado como vitaminas, ficobiliproteínas, pigmentos, ácidos grasos esenciales, etc. Varios de estos productos son todavía producidos comercialmente en sistemas en carrusel o en lagunas abiertas. Ejemplos de ésto son la producción de ficobiliproteínas y biomasa de la cianobacteria Spirulina, en países como los Estados Unidos, India, China y Cuba, así como la produccción de b-caroteno utilizando Dunaliella en Israel y Australia (Lorenz y Cysewski, 2000). La producción comercial de astaxantina utilizando Haematococcus pluvialis se lleva a cabo en dos fases, una de crecimiento y otra de producción del pigmento. Una empresa en Hawaii ocupa lagunas abiertas para la producción de la biomasa, y reactores tubulares para la inducción de la síntesis del pigmento, mientras que en Suecia otra empresa utiliza fotobiorreactores iluminados artificialmente en ambas fases (Olaizola, 2000). La producción de estas substancias a partir de microalgas es costosa, pero se justifica debido a la mayor aceptación del consumidor por productos naturales en lugar de productos obtenidos por síntesis química. El nicho comercial de productos derivados de microalgas y cianobacterias es altamente cambiante y depende de las regulaciones aplicadas por las agencias de protección al consumidor a los productos sintetizados convencionalmente y al uso final de estos productos, que en varios casos no está aún muy extendido y continúa siendo diversificado (ficobiliproteínas) o bien tienen usos regionales, como por ejemplo en la acuacultura del salmón (astaxantina). No obstante, el empleo de fotobiorreactores modernos sin duda será una contribución importante para reducir el costo de producción de estos compuestos y hacer más competitiva su producción mediante la utilización de microalgas.

Las microalgas han sido propuestas para el tratamiento de aire (fijación de CO₂ y NOx) y de aguas (remoción de DBO, NXx, PXx, y metales pesados) (González et al., 1997; Prakash et al., 1999). La mayoría de los reactores utilizados para estos fines son de tipo carrusel a bajas densidades celulares (Oswald, 1988; Rovirosa et al., 1995; Sylvestre et al., 1996; Prosperi, 2000). Solo en el cultivo a UADC de Chlorococcum littorale se han utilizado los avances tecnológicos aquí revisados para remover CO₂ (Hu et al., 1998). El principal impulsor de los avances en el diseño de fotobiorreactores ha sido la producción de compuestos químicos "finos", y no la ya comprobada capacidad de las microalgas para convertir desechos orgánicos (agroindustriales, porcícolas, aguas municipales, etc.) en insumos de alto valor agregado. El uso sistemático de esta capacidad en sistemas intensivos consistiría en un hito ecológico pues las microalgas, al ser la base de la cadena trófica acuática, son los microorganismos apropiados para cerrar el ciclo ecológico con el aprovechamiento de compuestos inorgánicos que las normatividades actuales consideran como peligrosos cuando están libres en el ambiente.

Debido al entendimiento limitado de la curva dosis de energía luminosa-respuesta que presentan los organismos autótrofos y al estancamiento en la utilización comercial del sistema en carrusel, los rendimientos de biomasa obtenidos en la práctica fueron durante mucho tiempo considerablemente inferiores a los rendimientos teóricos que se estimaban en los primeros años de la biotecnología algal. En los últimos 15 años, diversos grupos de investigación han encontrado soluciones para "diluir" la energía luminosa y por ende optimizar el régimen luminoso para aumentar los rendimientos de diferentes cultivos de microalgas. Los fotobiorreactores cerrados con rutas luminosas pequeñas, con ciclos L/O elevados y de frecuencia media o alta, con mezclado eficiente y la utilización de unidades de filtración y ultrafiltración, han contribuido a sobrepasar incluso los rendimientos teóricos predichos en los inicios de la biotecnología de microalgas.

Coral Contreras-Flores y Julián Mario Peña Castro son becarios del CONACYT-México.

1. Becker EW (1994) Microalgae: biotechnology and microbiology. Cambridge University Press. Reino Unido. 293 pp.        [ Links ]

2. Camacho F, Acién FG, Sánchez JA, García F, Molina E (1999) Prediction of dissolved oxygen and carbon dioxide concentration profiles in tubular photobioreactors for microalgal culture. Biotechnol. Bioeng. 62: 71-85.        [ Links ]

3. Fernández JM, García JL, García F, Molina E, Al-Dahhan MH, Huping L, Kemoun A (2002) Integration of fluid dynamics, light regime and photosynthetic response in photobioreactors. 1st Cong. Internat. Soc. Appl. Phycol. Roquetas de Mar, Almería, España. p. 114.        [ Links ]

4. González LE, Cañizares RO, Baena S (1997) Efficiency of ammonia and phosphorus removal from a colombian agroindustrial wastewater by the microalgae Chlorella vulgaris and Scenedesmus dimorphus. Biores. Technol. 60: 259-262.        [ Links ]

5. Grobbelaar JU (1994) Turbulence in mass algal cultures and the role of light/dark fluctuations. J. Appl. Phycol. 6: 331-335.        [ Links ]

6. Grobbelaar JU (2000) Physiological and technological considerations for optimizing mass algal cultures. J. Appl. Phycol. 12: 201-206.        [ Links ]

7. Gudin C, Chaumont D (1983) Solar biotechnology study and development of tubular solar receptors for controlled production of photosynthetic cellular biomass. En Palz W, Pirrwitz D (Eds.) Proceedings of the Workshop and EC Contractor’s Meeting in Capri. Reidel. Dordrecht, Holanda. Pp. 184-193.        [ Links ]

8. Gudin C, Chaumont D (1991) Cell fragility - the key problem of microalgae mass production in closed photobioreactors. Biores. Technol. 38: 145-151.        [ Links ]

9. Hu Q, Guterman H, Richmond A (1996a) A flat inclined modular photobioreactor for outdoor mass cultivation of photoautotrophs. Biotechnol. Bioeng. 51: 51-60.        [ Links ]

10. Hu Q, Guterman H, Richmond A (1996b) Physiological characteristics of Spirulina platensis (cyanobacteria) cultured at ultrahigh cell densities. J. Phycol. 32: 1066-1073.        [ Links ]

11. Hu Q, Kurano N, Kawachi M, Iwasaki I, Miyachi S (1998) Ultrahigh-cell-density culture of a marine green alga Chlorococcum littorale in a flat-plate photobioreactor. Appl. Microbiol. Biotechnol. 49: 655-662.        [ Links ]

12. Javanmardian M, Palsson BO (1991) High-density photoautotrophic algal cultures: design, construction, and operation of a novel photobioreactor system. Biotechnol. Bioeng. 38: 1182-1189.        [ Links ]

13. Kobayashi M, Kakizono T, Yamaguchi K, Nishio N, Nagai S (1992) Growth and astaxanthin formation of Haematococcus pluvialis in heterotrophic and mixotrophic conditions. J. Ferment. Bioeng. 74: 17-20.        [ Links ]

14. Lee CG, Palsson BO (1994) High density algal photobioreactors using light emiting diodes. Biotechnol. Bioeng. 44: 1161-1167.        [ Links ]

15. Lorenz RT, Cysewski GR (2000) Commercial potential of Haematococcus microalgae as a natural source of astaxanthin. Trends Biotechnol. 18: 160-167.        [ Links ]

16. Lu C, Vonshak A (1999) Photoinhibition in outdoor Spirulina platensis cultures assessed by polyphasic chlorophyll fluorescence transients. J. Appl. Phycol. 11: 355-359.        [ Links ]

17. Molina E, Acién FG, García F, Chisti Y (1999) Photobioreactors: light regime, mass transfer, and scaleup. J. Biotechnol. 70: 231-248.        [ Links ]

18. Morales E, Rodríguez M, García D, Loreto C, Marco E (2002) Crecimiento, producción de pigmentos y exopolisacáridos de la cianobacteria Anabaena sp. PCC7120 en función del pH y CO2. Interciencia 27: 373-378.        [ Links ]

19. Morita M, Watanabe Y, Saiki H (2002) Photosynthetic productivity of conical helical tubular photobioreactor incorporating Chlorella sorokiniana under field conditons. Biotechnol. Bioeng. 77: 155-162.        [ Links ]

20. Ogbonna JC, Tanaka H (1998) Cyclic autotrophic/heterotrophic cultivation of photosynthetic cells: a method of achieving continuous cell growth under light/dark cycles. Biores. Technol. 65: 65-72.        [ Links ]

21. Ogbonna JC, Tanaka H (2000) Light requirement and photosynthetic cell cultivation –development of processes for efficient light utilization in photobioreactors. J. Appl. Phycol. 12: 207-218.        [ Links ]

22. Olaizola M (2000) Commercial production of astaxanthin from Haematococcus pluvialis using 25,000 liter outdoor photobioreactors. J. Appl. Phycol. 12: 499-506.        [ Links ]

23. Oswald WJ (1988) Micro-algae and waste-water treatment. En Borowitzka MA, Borowitzka LJ (Eds.) Micro-algal biotechnology. Cambridge University Press. Reino Unido. pp. 304-327.        [ Links ]

24. Pirt SL, Lee YK, Walach MR, Pirt MW, Balyuzi HH, Bazin MJ (1983) A tubular bioreactor for photosynthetic production of biomass from carbon dioxide: Design and performance. J. Chem. Tech. Biotechnol. 33B: 35-38.        [ Links ]

25. Prakash A, Margaritis A, Saunders RC, Vijayan, S (1999) High concentrations ammonia removal by the cyanobacterium Plectonema boryanum in a photobioreactor system. Can. J. Chem. Eng. 77: 99-106.        [ Links ]

26. Prosperi, CH (2000) Cyanobacteria in human affaires. Interciencia 25: 303-306        [ Links ]

27. Richmond A, Boussiba S, Vonshak A, Kopel R (1993) A new tubular reactor for mass production of microalgae outdoors. J. Appl. Phycol. 5: 327-332.        [ Links ]

28. Richmond A (1996) Efficient utilization of high irradiance for production of photoautotrophic cell mass: a survey. J. Appl. Phycol. 8: 381-387.        [ Links ]

29. Richmond A (2000) Microalgal biotechnology at the turn of the millennium: a personal view. J. Appl. Phycol. 12: 441-451.        [ Links ]

30. Rossignol N, Jaouen P, Robert J-M, Quéméneur F (2000) Production of exocellular pigment by the marine diatom Hasklea ostrearia Simonsen in a photobioreactor equipped with immersed ultrafiltration membranes. Biores. Technol. 73: 197-200.        [ Links ]

31. Rovirosa N, Sánchez F, Benítez L, Travieso L, Pellón A (1995) An integrated system for agricultural wastewater treatment. Water Sci. Tech. 32: 165-171.        [ Links ]

32. Sánchez A, García F, Contreras A, Molina E, Chisti Y (2000) Bubble column and air lift photobioreactors for algal culture. Aiche J. 46: 1872-1877.        [ Links ]

33. Sylvestre S, Lessard P, de la Noüe J (1996) Performance d’un photobioreacteur utilisant la cyanobactérie Phormidium bohneri pour l’enlèvement de l’azote et du phosphore. Environ. Technol. 17: 697-706.        [ Links ]

34. Torzillo G, Pushparaj B, Bocci F, Balloni W, Materassi R, Florenzano G (1986) Production of Spirulina biomass in closed photobioreactors. Biomass 11: 61-64.        [ Links ]

35. Tredici MR, Zitteli GC (1998) Efficiency of sunlight utilization: tubular versus flat photobioreactors. Biotechnol. Bioeng. 57: 187-197.        [ Links ]

36. Ugwu CU, Ogbonna JC, Tanaka H (2002) Improvement of mass transfer characteristics and productivities of inclined tubular photobioreactors by installation of internal static mixers. Appl. Microbiol. Biotechnol. 58: 600-607.        [ Links ]

37. Vilchez C, Garbayo I, Lobato MV, Vega JM (1997) Microalgae-mediated chemicals production and wastes removal. Enzyme Microb. Technol. 20: 562-572.        [ Links ] ]]> 1 1994 293 2 1999 62 71-85 3 2002 1st 114 4 1997 60 259-262 5 1994 6 331-335 6 2000 12 201-206 7 184-193 8 1991 38 145-151 9 1996 a 51 51-60 10 1996 b 32 1066-1073 11 1998 49 655-662 12 1991 13 1992 74 17-20 14 1994 44 1161-1167 15 2000 18 160-167 16 1999 11 355-359 17 1999 70 231-248 18 2002 27 373-378 19 2002 77 155-162 20 1998 65 65-72 21 2000 12 207-218 22 2000 12 499-506 23 304-327 24 1983 33B 35-38 25 1999 77 99-106 26 2000 25 303-306 27 1993 5 327-332 28 1996 8 381-387 29 2000 12 441-451 30 2000 73 197-200 31 1995 32 165-171 32 2000 46 1872-1877 33 1996 17 697-706 34 1986 11 61-64 35 1998 57 187-197 36 2002 58 600-607 37 1997 20 562-572