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<journal-title><![CDATA[Archivos Venezolanos de Farmacología y Terapéutica]]></journal-title>
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<publisher-name><![CDATA[Sociedad Venezolana de Farmacológia  y Farmacológia Clínica y Terapéutica. Escuela de MedicinaJosé Maria Vargas. Cátedra de Farmacológia, piso 3, esquina san jacinto, San José Caracas]]></publisher-name>
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<article-title xml:lang="es"><![CDATA[Silenciamiento de genes mediante RNA interferencia: Consideraciones sobre el mecanismo y diseño de los sistemas efectores]]></article-title>
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<institution><![CDATA[,Universidad Central de Venezuela Facultad de Medicina Instituto de Medicina Experimental]]></institution>
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<self-uri xlink:href="http://ve.scielo.org/scielo.php?script=sci_arttext&amp;pid=S0798-02642008000100006&amp;lng=en&amp;nrm=iso"></self-uri><self-uri xlink:href="http://ve.scielo.org/scielo.php?script=sci_abstract&amp;pid=S0798-02642008000100006&amp;lng=en&amp;nrm=iso"></self-uri><self-uri xlink:href="http://ve.scielo.org/scielo.php?script=sci_pdf&amp;pid=S0798-02642008000100006&amp;lng=en&amp;nrm=iso"></self-uri><abstract abstract-type="short" xml:lang="es"><p><![CDATA[La interferencia por RNA es una nueva poderosa herramienta molecular para silenciar genes a nivel post-transcripcional. Es utilizada para la búsqueda de las funciones asociadas a varios genes mediante, genómica reversa y como herramienta terapéutica para reducir o bloquear la expresión de genes alterados o sobre expresados, en terapia genética. La interferencia por RNA proporciona una estrategia fácil y rápida para degradar los RNA mensajeros mediante la introducción de un RNA pequeño de doble cadena homólogo (siRNA) al RNA mensajero celular de interés, removiéndolo de una manera secuencia específica. En este artículo de revisión se resumen el mecanismo básico propuesto para producir silenciamiento vía interferencia por RNA, algunos de los requisitos para producir los siRNA intracelulares capaces de producir silenciamiento, así como los posibles sistemas efectores para transferir éstos a las células o tejidos. La misma pretende ayudar a divulgar información sobre tópicos de Biología Molecular de actual interés médico.]]></p></abstract>
<abstract abstract-type="short" xml:lang="en"><p><![CDATA[RNA interference (RNAi) is a powerful new molecular tool to dowregulate the gene expression at posttranscriptional level. It is being used in reverse genetic to found functions of several genes and as a therapeutic device to knockout or knockdown altered or over-expressed genes, in gene therapy. RNA interference now provides a fast and easy strategy to depleting mRNA by introducing double-stranded RNA homologous to a particular cellular mRNA, leading to its sequence specific removing. In this review we summarized the basic mechanism for RNAi, some of the structural requirements needed in the siRNA to be able to produce an efficient and specific silencing and some effectors systems used to deliver them inside the cells or tissue. This review is written to divulgate some topics in Molecular Biology of actual medical interest.]]></p></abstract>
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<kwd lng="es"><![CDATA[RNA interferencia]]></kwd>
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</front><body><![CDATA[ <p align="center"><font face="Verdana"><b>Silenciamiento de genes mediante RNA  interferencia. Consideraciones sobre el mecanismo y diseño de los sistemas  efectores</b></font></p>     <p align="center"><font face="Verdana" size="2">Maria Fernanda Correa de  Adjounian<sup>1,2</sup>, Haroution Adjounian<sup>1,3,4</sup>, Sarkis Horacio  Adjounian <sup>1,5</sup></font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2"><sup>1.-</sup> Sección de  Biología Molecular de Agentes infecciosos. Instituto de Medicina Experimental.  Facultad de Medicina. Universidad Central de Venezuela. Caracas, Venezuela.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2"><sup>2.-</sup> Cátedra de  Bioquímica. Escuela Luís Razetti. MSc en Bioquimica.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2"><sup>3.-</sup> Cátedra de  Patología General y Fisiopatología. Escuela Luís Razetti. Médico. Especialista  en Medicina Interna</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2"><sup>4.-</sup> Departamento de  Medicina Interna. Hospital General de Este “Dr. Domingo Luciani”. IVSS.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2"><sup>5.-</sup> Estudiante de  Medicina. Escuela Luís Razetti.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">Correspondencia: María Fernanda  Correa de Adjounian. Teléfonos: 058-212-6053658. E-mail: <a href="mailto:imataca@yahoo.com">imataca@yahoo.com</a> o <a href="mailto:imataca.maria@gmail.com">imataca.maria@gmail.com</a></font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2"><b>Resumen</b> </font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">La interferencia por RNA es una  nueva poderosa herramienta molecular para silenciar genes a nivel post-transcripcional.  Es utilizada para la búsqueda de las funciones asociadas a varios genes  mediante, genómica reversa y como herramienta terapéutica para reducir o  bloquear la expresión de genes alterados o sobre expresados, en terapia  genética. La interferencia por RNA proporciona una estrategia fácil y rápida  para degradar los RNA mensajeros mediante la introducción de un RNA pequeño de  doble cadena homólogo (siRNA) al RNA mensajero celular de interés, removiéndolo  de una manera secuencia específica. En este artículo de revisión se resumen el  mecanismo básico propuesto para producir silenciamiento vía interferencia por  RNA, algunos de los requisitos para producir los siRNA intracelulares capaces de  producir silenciamiento, así como los posibles sistemas efectores para  transferir éstos a las células o tejidos. La misma pretende ayudar a divulgar  información sobre tópicos de Biología Molecular de actual interés médico.</font></p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p align="justify"><font face="Verdana" size="2"><b>Palabras claves:</b> RNA  interferencia. Mecanismos y efectores.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2"><b>Abstract</b></font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">RNA interference (RNAi) is a  powerful new molecular tool to dowregulate the gene expression at  posttranscriptional level. It is being used in reverse genetic to found  functions of several genes and as a therapeutic device to knockout or knockdown  altered or over-expressed genes, in gene therapy. RNA interference now provides  a fast and easy strategy to depleting mRNA by introducing double-stranded RNA  homologous to a particular cellular mRNA, leading to its sequence specific  removing. In this review we summarized the basic mechanism for RNAi, some of the  structural requirements needed in the siRNA to be able to produce an efficient  and specific silencing and some effectors systems used to deliver them inside  the cells or tissue. This review is written to divulgate some topics in  Molecular Biology of actual medical interest.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2"><b>Key words:</b> RNA  interference. RNAi mechanism. Effectors systems.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">Recibido: 21/09/2007 Aceptado:  21/10/2007</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">La regulación de la expresión  de genes es un proceso vital para todas las formas de vida, ya que de ella  depende el patrón de genes expresados que son requeridos y que garantizan la  diferenciación celular, la organogénesis, el desarrollo, la respuesta celular al  stress y al entorno e inclusive la muerte celular programada, entre muchos  otros. Muchos de los mecanismos regulatorios operan a nivel genético controlando  principalmente el proceso de transcripción y post transcripción de los genes.  Desde hace unos años se puede estudiar y comparar patrones de expresión de genes  midiendo a gran escala cuales son los ARN mensajeros (mRNA) producidos que  difieren entre una célula o tejido control o normal vs. uno sometido al estímulo  o presente en una condición patológica y son innumerables los ejemplos donde se  ha demostrado que la causa de enfermedad subyace en la sobreexpresión o en la  expresión alterada de genes. Además, esa basta información sobre genómica y  transcriptómica producida a la fecha, ha arrojado listas de nuevos genes a los  que no se les conoce a la fecha cual es su producto final de expresión y/o su  función. Con el uso de herramientas de genética reversa (una vez conocido el gen  ir a buscar su producto de expresión) se puede estudiar y asignar una función a  dichos genes y a las consecuencias de sus patrones de expresión alterados. Para  ello, se han usado modelos animales o celulares en donde se ha removido, mutado,  o inhibido la expresión de un gen o se ha sobreexpresado el mismo, asociándole a  dicha secuencia un producto de expresión (RNA o proteína u otro) encontrado tras  estudiar el patrón fenotípico observado. Dentro de esas herramientas moleculares  dirigidas a reducir o a bloquear la expresión de un gen se usan las secuencias  antisentido (ASO)<sup>1</sup>, las ribozimas<sup>2</sup>, los morfolinos<sup>3</sup>,  la interferencia por ARN (RNAi)<sup>4</sup>, los anticuerpos específicos contra  la proteína de interés, las proteínas dominantes negativas<sup>5</sup> y los  aptámeros para proteínas<sup>6</sup>, entre otros. Otra información importante  que deriva de conocer el patrón de expresión de genes es que los productos de  estos genes sobreexpresados o con variantes alelicas no funcionales pueden ser  blancos moleculares a silenciar, bloquear, o reducir mediante terapia genética,  usando las herramientas moleculares antes señaladas.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">Desde hace 8 años se dispone de  una nueva herramienta molecular, que ha revolucionado al mundo científico, la <b> interferencia por ARN</b> (RNAi), con la cual se puede reducir (knock-donw) o  perder (knock-out) la expresión de un gen en células de mamíferos (in vitro) e  inclusive en animales (in vivo). Esta interferencia se logra, mediante la  introducción a nivel celular de un ARN de doble cadena pequeño de unos 21 – 27  pb (siRNA), el cual es reconocido a nivel celular por una maquinaria ancestral  que media la degradación o supresión específica del o los mRNA(s) que contiene  la secuencia complementaria al siRNA introducido o producido, produciéndose  principalmente una degradación del mRNA citoplasmático y una disminución de la  traducción del mensaje. Recientemente ha sido publicado un excelente artículo de  revisión sobre la historia de la interferencia por ARN y los microRNA (RNAi  endógenos)<sup>7</sup>.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2"><b>Mecanismo de interferencia  por ARN.</b> Este mecanismo fue observado por primera vez en plantas, en 1990<sup>8</sup>,  al tratar de incrementar las expresión del gen de la enzima chalcona sintetasa (CHS)  en las petunias (una enzima encargada de la génesis del color de las flores), y  en vez de generar petunias con un color violeta más intenso, que era el efecto  deseado, sólo se observaron petunias blancas o hipopigmentadas, dada la  reducción de la expresión del gen CHS en unas 50 veces. Estos autores  concluyeron que la sobreexpresión del gen transferido (transgen) produjo una  “co-supresión” del gen de la CHS endógeno. Después de esta observación inicial,  se encontró este fenómeno en D. melanogaster, Neurospora crassa, C. elegans  asignándole diferentes nombres a lo que se conoce hoy en día como interferencia  por ARN. La RNAi es un fenómeno, evolutivamente conservado, de regulación a  nivel post-transcripcional (después que el mRNA se ha producido) que permite  silenciar genes por reconocimiento de la secuencia nucleotídica específica y que  esta presente en diferentes especies, incluyendo los mamíferos<sup>9</sup>.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">Un resumen del mecanismo de  RNAi propuesto a la fecha se representa en la <a href="#fig1">figura 1</a>, y se  inicia con la introducción a las células de un ARN de doble cadena, bien sea,  naturalmente, por un evento de transposición, por un virus o por la producción a  nivel celular de microRNAs endógenos, o por procedimientos experimentales.  Aunque las observaciones iniciales señalaron, que los ARN de doble cadena  largos, dsRNA (&gt; de 30 pares de bases) introducidos en mamíferos, desencadenaban  una respuesta celular de degradación inespecífica, por la activación de la vía  del interferón, finalizando en la muerte celular por apoptosis, a diferencia de  lo que ocurría en D. melanogaster, C elegans donde inicialmente fue descrito  este fenómeno. Sin embargo, se demostró en el 2001<sup>10</sup> que si el dsRNA  era de unos 21-25 pb (siRNA) podía inducir el silenciamiento específico en  células de mamíferos, lo cual incrementó el interés por esta metodología, como  herramienta en genética reversa y terapéutica aplicable en humanos. Después, se  observó que los shRNA (horquilla pequeñas de ARN compuestas por la hebra sentido  (guía) y antisentido (pasajera) conectadas por unas secuencias no codificante  intercalada entre ambas cadenas de unos 6 nucleótidos, podía producir  interferencia por RNA (RNAi)<sup>11</sup>, ver <a href="#fig1">figura 1</a>.  También, se puede lograr el silenciamiento usando sistemas de expresión  plasmídicos y virales, transferibles o capaces de infectar a las células, de  cuya expresión resultan shRNA o dsRNA efectivos para el silenciamiento<sup>12</sup>.</font></p>     <p align="center"><a name="fig1"> <img border="0" src="/img/fbpe/avft/v27n1/art06fig1.gif" width="521" height="1006"></a></p>     
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<body><![CDATA[<p align="justify"><font face="Verdana" size="2">Una vez que se logra introducir  a las células los siRNA (ya listos), o a través de sus precursores: los dsRNA o  los casettes de expresión de los mismos, los dsRNA introducidos o producidos,  activan una maquinaria celular que los reconoce (dsRNA, shRNA) y los transforma  en siRNA pequeños de 21-23 mer (pb). Esta reacción la cataliza una enzima del  tipo ARNasa III <sup>13</sup> a la que denominaron <b>Dicer</b>. Una vez que  esta enzima produce los siRNA, éstos son reconocidos por un complejo enzimático  formado por varias proteínas denominado complejo RISC (RNA induced silencing  complex). El complejo RISC se ensambla y una actividad similar a una helicasa  asignada al complejo, desenrolla la doble hélice del siRNA quedándose con la  hebra antisentido o guía. Este complejo esta formado por varias proteínas, en  humanos, por unas de la subcategoría Argonauta (Ago1-4) y PIWI (hpiw 1-4). Se  sabe a la fecha que estas proteínas son esenciales para el silenciamiento, y que  las Ago 1, 3 y 4 carecen de actividad endonucleolítica, actividad recién  asignada a Ago2. Ago2 puede ser la enzima capaz de hidrolizar al RNA mensajero  blanco y a la hebra de RNA no incorporada a RISC o hebra pasajera, permitiendo  que la hebra guía o antisentido quede ensamblada en el complejo RISC. Se conoce  que este proceso requiere energía en forma de ATP. La entrada del la hebra guía  es facilitada, ya que, el extremo 5’ de la región antisentido de siRNA es mucho  menos estable termodinámicamente que el extremo 5’ de la hebra pasajera,  produciéndose la correcta entrada a RISC. Se reconoce la necesidad de proteínas  accesorias que permitan la función completa de RISC, pero no han sido  identificadas todavía. También se sabe que para que ocurra silenciamiento, no se  requiere que el RNA mensajero se este traduciendo en los ribosomas. El complejo  RISC–Ago2 se ha encontrado colocalizado a nivel celular en el citosol en un  centro especializado que media la degradación de mensajeros, un sitio  recientemente reconocido involucrado en la degradación, recambio y procesamiento  de los RNA mensajeros, el mRNA decay center. La maquinaria de RISC activa  reconoce a los ARN mensajeros que contiene la secuencia complementaria perfecta  o casi&nbsp; perfecta, para guiar el corte preciso del ARN mensajero en una  posición complementaria al nucleótido 10 (nt 10) de la hebra guía cuando se  cuentan los nucleótidos a partir del extremo 5’, el cual forma parte del área de  reconocimiento. El proceso de RNAi es altamente eficiente (100-1000 veces más  potente que los ASO), posiblemente porque la hebra de ARN esta protegida dentro  del complejo RISC y éste puede actuar de manera catalítica degradando varios  mRNAs. La secuencia requerida para el silenciamiento no supera los 7 nt de  longitud y debe ser complementaria y contínua al mRNA La dosis a emplear esta en  el orden de 10<sup>-9</sup>M.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">Los Dres. Fire y Mello<sup>14</sup>,  autores del primer trabajo donde se describe el mecanismo parcial de siRNA,  fueron galardonados con el premio Nóbel de Fisiología y Medicina año 2006, por  la importancia médica que puede tener este descubrimiento<sup>15</sup>.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2"><b>Diseño de los siRNA  efectivos y específicos para producir silenciamiento.</b> Se dispone en la  actualidad de varios programas de computación capaces de predecir los posible  siRNA efectivos y selectivos para producir silenciamiento de una secuencia  blanco determinada. Para poder usarlos es necesario conocer la secuencia  codificante del mRNA o del gen completo, así como las secuencias removidas por  splicing y las regiones que finalmente no se traducen (UTRs), los polimorfismos  y variaciones presentes, información indispensables si se desea silenciar una  variante de expresión originada por splicing alternativo o mediada por un alelo  específico. Además, como primera búsqueda se recomienda revisar las bases de  datos que describen las secuencias de siRNA que han sido previamente evaluadas  experimentalmente, dado que muchos de esos siRNA validados pueden ser adquiridos  comercialmente. Además, muchas de esas compañías proporcionan a sus usuarios  servicios de diseño de siRNA.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">Sin embargo, si se desea  silenciar un gen nuevo o usar otros siRNA diferentes a los ya evaluados es  recomendable ensayar al menos 3-5 siRNA candidatos diferentes en un ensayo de  pre-validación. Para hacer la selección hay varios programas disponibles, unos  basados meramente en las secuencias del siRNA y otros que además incluyen  aproximaciones de las posibles estructuras secundarias adoptadas y la  accesibilidad del RNA mensajero a silenciar. En la <a href="#tab1">tabla 1</a>  se muestran una lista de página web que permiten el uso libre de programas y/o  ofrecen el servicio de diseño de siRNA<sup>16</sup>.</font></p>     <p align="center"><a name="tab1"> <img border="0" src="/img/fbpe/avft/v27n1/art06tab1.gif" width="519" height="440"></a></p>     
<p align="justify"><font face="Verdana" size="2">Una vez introducida la  secuencia blanco en esos programas, éstos arrojan una lista de los posibles  siRNA “candidatos” para cada blanco y los siRNA pueden ser sintetizados por  varias casas comerciales como: Ambion, Qiagen, Sigma Proligo, Dharmacon, todas  certificadas. Algunas consideraciones generales sobre los requerimientos  estructurales necesarios para la efectividad y especificidad de los siRNA han  sido revisadas recientemente por el Dr. Thomas Tuschl<sup>17</sup>, investigador  pionero en esta tecnología y en establecer los criterios para la escogencia de  los siRNA. Uno de los principales objetivos de la escogencia, es evitar los  efectos inespecíficos de silenciamiento o efectos off target, es decir  silenciamiento de otros blancos diferentes al blanco deseado lo que se logra  evitando que la hebra pasajera sea usada como molde en el complejo RISC.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2"><b>Sistemas efectores capaces  de producir silenciamiento.</b> Una respuesta de RNAi puede ser producida por  una gran variedad de efectores dentro de los cuales se incluye: los siRNA  sintetizados químicamente (simples / desnudos o modificados químicamente para  hacerles más estables al ataque de la nucleasas), los shRNA o siRNA transcritos  in vitro, los siRNA generados por PCR, o los cassetes de expresión de los siRNA  o shRNA clonados en sistemas o vectores de expresión de origen plasmídico o  viral. También por la generación de múltiples siRNA contra un blanco al digerir  dsRNA con endonucleasas III o Dicer recombinante. Todos lo siRNA, shRNA o los  sistemas de expresión intracelular de los mismos pueden ser introducidos a la  célula por diferentes métodos. Los siRNA y shRNA tienen menor tiempo de vida  media y por lo tanto producen silenciamiento por cortos períodos de tiempo  (pocos días). Para incrementar la duración del efecto, estos pueden generarse  intracelularmente usando los sistemas de expresión antes señalados que usan  secuencias promotoras para la RNA polimerasa III, como las U6 y H1. En los  vectores puede clonarse un casette que contenga la secuencia sentido seguida de  un espaciador y luego la secuencia antisentido seguida de una secuencia de  terminación rica en U. Sin embargo, otra vía es la transfección simultánea con  dos casettes de expresión, uno para la hebra guía y otro para su complementaria,  en el mismo o en diferentes plásmidos o sistema virales. Los siRNA generados de  esta manera permanecen en la célula mayor tiempo pero son menos efectivos que  los shRNA<sup>18</sup>. Ver parte superior de la <a href="#fig1">figura 1</a>.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2"><b>Algunas estrategias para la  transferencia de los siRNA:</b> Al igual que una molécula de DNA, los siRNA  (simples o como casette de expresión) son polianiones, que no atraviesan la  membrana plasmática, lo cual dificulta su transferencia a interior de las  células o al núcleo. Además, una vez dentro de la célula son sensibles a la  acción de las nucleasas allí presentes, es por ello que esta metodología  presenta las mismas dificultades encontradas en la transferencia de DNA a las  células, como ocurre para la terapia genética. Dentro de las estrategias usadas  para llevar los siRNA a través de las membranas o estabilizarlos para soportar  el ataque de las nucleasas intracelulares, tenemos: los siRNA químicamente  modificados (más resistentes al ataque de nucleasa y menos cargados), los  sistemas de transferencia no virales que incluyen lo métodos físicos tales como:  la inyección directa o usando bomba de de perfusión constante, la  electroporación (al aplicar corriente eléctrica), la transferencia de genes  usando partículas metálicas o “ballistic gene trasfer”, o el ultrasonido. Otros  métodos de trasferencia no virales utilizan compuesto químicos capaces de hacer  permeables a los siRNA al acomplejarse con ellos (al igual que para el DNA) e  incluyen el uso de: polímeros catiónicos o lípidos catiónicos, tales como  polietilenimina como polímero lineal o ramificado, policationes peptídicos  degradables a nivel celular, polímeros basados en ciclodextrinas y unos  derivados de la protamina (una proteína rica en arginina), a los que se les  puede unir algunos anticuerpos específicos que facilitan la transferencia de  manera tejido o célula específica. Además de estos sistemas antes mencionados,  se usan extensamente los sistemas de transferencia viral, donde se utiliza el  genoma delecionado de un virus (al removerles secuencias indispensables para su  duplicación) y en él se introduce el casette de expresión de los siRNA o shRNA.  Se usan virus capaces de infectar células con una alta actividad replicativa, o  células en reposo o de baja tasa de duplicación; se usan sistemas virales  capaces de integrarse o no al genoma celular. Los sistemas virales utilizados  incluyen: adenovirus, adenovirus asociados (AAV), herpes simple-1 (HSV-1),  lentivirus y otros retrovirus, entre otros. Cada uno de estos métodos presenta  ventajas y desventajas, y su selección se basa en el tipo de célula o tejido a  silenciar.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">El silenciamiento de genes ya  tiene un uso indiscutible en genética reversa y un enorme potencial sobre todo  como herramienta terapéutica. Se conocen cada vez más los detalles del mecanismo  de siRNA y de cómo lograr un silenciamiento efectivo y eficiente. Son numerosos  los ejemplos, de su uso in vitro y también in vivo, donde esta metodología ha  permitido definir la función de nuevos genes al producir un silenciamiento  eficiente. Los costos de esta metodología aún son elevados, sin embargo, cada  vez más se dispone de sistemas de transferencia efectivos, de reactivos más  específicos y seleccionados, y tal vez lo más importante de muchas compañías de  biotecnología y farmacéuticas compitiendo por el mercado de los insumos y uso  clínico del la interferencia por RNA. A nivel del laboratorio, no es difícil de  realizar y es mucho más efectiva en tiempo y esfuerzo que cualquiera de los  otros métodos para producir degradación o inhibición especifica de mensajeros,  ya que ésta usa una maquinaria celular existente. En medicina, hay un interés  considerable en usar estas herramientas en enfermedades como el cáncer, en  enfermedad de Alzheimer y otras enfermedades neurodegenerativas, así como en  enfermedades de etiología viral. En teoría cualquier enfermedad que curse como  consecuencia de la sobreexpresión de un gen o de la expresión de un alelo  defectuoso pudiese ser tratada con RNA interferencia. En una próxima entrega se  revisarán los sistemas de transferencia y su uso en medicina.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2"><b>Referencias</b></font></p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">1. Aboul-Fadl T. Antisense  oligonucleotides: the state of the art. Curr Med Chem. 2005;12 (19):2193-214.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=594920&pid=S0798-0264200800010000600001&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">2. Tafech A, Bassett T,  Sparanese D, Lee CH. Destroying RNA as a therapeutic approach. Curr Med Chem.  2006;13 (8):863-81.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=594921&pid=S0798-0264200800010000600002&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">3. Amantana A, Iversen PL.  Pharmacokinetics and biodistribution of phosphorodiamidate morpholino antisense  oligomers. Curr Opin Pharmacol. 2005;5(5):550-5.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=594922&pid=S0798-0264200800010000600003&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">4. Dykxhoorn DM, Lieberman J.  The silent revolution: RNA interference as basic biology, research tool, and  therapeutic. Annu Rev Med. 2005;56: 401-23.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=594923&pid=S0798-0264200800010000600004&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">5. Hudson DF, Morrison C,  Ruchaud S, Earnshaw WC. Reverse genetics of essential genes in tissue-culture  cells: ‘dead cells talking’. Trends Cell Biol. 2002;12 (6):281.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=594924&pid=S0798-0264200800010000600005&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">6. Lee JF, Stovall GM,  Ellington AD. Aptamer therapeutics advance. Curr Opin Chem Biol.  2006;10(3):282-9.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=594925&pid=S0798-0264200800010000600006&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">7. Sen GL, Blau HM. A brief  history of RNAi: the silence of the genes. FASEB J. 2006; 20 (9):1293-9.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=594926&pid=S0798-0264200800010000600007&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">8. Napoli, C., Lemieux C,  Jorgensen, R. Introduction of a chimeric chalcone synthase gene into petunia  result in reversible co-supresion of homologous genes in trans. Plant Cell 1991;  2:279-289.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=594927&pid=S0798-0264200800010000600008&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">9. Dallas A, Vlassov AV. RNAi:  a novel antisense technology and its therapeutic potential. Med Sci Monit.  2006;12 (4):RA67-74.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=594928&pid=S0798-0264200800010000600009&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">10. Elbashir SM, Harborth J,  Lendeckel W, Yalcin A, Weber K, Tuschl T. Duplexes of 21-nucleotide RNAs mediate  RNA interference in cultured mammalian cells. Nature. 2001 24;411 (6836):494-8.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=594929&pid=S0798-0264200800010000600010&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">11. Snove O Jr, Rossi JJ.  Expressing short hairpin RNAs in vivo. Nat Methods. 2006; 3(9):689-95.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=594930&pid=S0798-0264200800010000600011&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">12. Morris KV, Rossi JJ.  Lentivirus-mediated RNA interference therapy for human immunodeficiency  virustype 1 infection. Hum Gene Ther. 2006;17 (5):479-86.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=594931&pid=S0798-0264200800010000600012&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">13. Bernstein E, Caudy AA,  Hammond SM, Hannon GJ. Role for a bidentate ribonuclease in the initiation step  of RNA interference. Nature. 2001;409 (6818):363-6.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=594932&pid=S0798-0264200800010000600013&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">14. Fire A, Xu S, Montgomery MK,  Kostas SA, Driver SE y Mello CC. Potent and specific genetic interference by  double-stranded RNA in Caenorhabditis elegans. Nature. 1998;391(6669):806-11.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=594933&pid=S0798-0264200800010000600014&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">15. Couzin J. Nobel Prize in  Physiology or Medicine. Method to silence genes earns loud praise. Science.  2006;314(5796):34.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=594934&pid=S0798-0264200800010000600015&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">16. Cullen BR. Enhancing and  confirming the specificity of RNAi experiments. Nat Methods. 2006;3(9):677-81.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=594935&pid=S0798-0264200800010000600016&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">17. Pei Y, Tuschl T. On the art  of identifying effective and specific siRNAs. Nat Methods. 2006;3 (9):670-6.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=594936&pid=S0798-0264200800010000600017&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">18. Putnam D y Doody A. RNA-interference  effectors and their delivery. Crit Rev Ther Drug Carrier Syst. 2006;23  (2):137-64.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=594937&pid=S0798-0264200800010000600018&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">19. Song E, Zhu P, Lee SK,  Chowdhury D, Kussman S, Dykxhoorn DM, Feng Y, Palliser D, Weiner DB, Shankar P,  Marasco WA, Lieberman J. Antibody mediated in vivo delivery of small interfering  RNAs via cell-surface receptors. Nat Biotechnol. 2005; 23(6):709-17.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=594938&pid=S0798-0264200800010000600019&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">20. Li CX, Parker A, Menocal E,  Xiang S, Borodyansky L, Fruehauf JH. Delivery of RNA interference. Cell Cycle.  2006;5(18):2103-9.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=594939&pid=S0798-0264200800010000600020&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">21. Wiznerowicz M, Szulc J,  Trono D. Tuning silence: conditional systems for RNA interference. Nat Methods.  2006;3(9):682-8.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=594940&pid=S0798-0264200800010000600021&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --> ]]></body>
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