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<article-title xml:lang="es"><![CDATA[Efecto de concentraciones crecientes de Fósforo Fítico sobre la actividad de las enzimas fitasa y fosfatasa alcalina en el epitelio intestinal de ovinos jóvenes.]]></article-title>
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<abstract abstract-type="short" xml:lang="en"><p><![CDATA[With the objective to know the effect of supply in growing concentrations of phytic phosphorus on the activity of the enzymes phytase and alkaline phosphatase in the intestinal epithelium of young sheep, it was carried out an experiment with incresing concentration of phytic phosphorus: 0% (T1), 40% (T2), 60% (T3), and 80% (T4). The animals consumed the diets as for 4% of the body weight during four weeks. Lapsed this period, all the animals of the rehearsal were sacrificed, and the activity of the enzymes was determined in homogenates of the epithelium of the different sections of the thin intestine (duodenum, jejunum and ileum). The results showed values of phytase activity at level of the duodenum of: 1.43; 1.85; 1.82 and 0.69 nmoles/min/mg protein for concentrations of T1, T2, T3, and T4, respectively, with a significant decrease (P<0.05) when 80% of the phosphorus of the portion was as phytic phosphorus. In the jejunum it stayed the same tendency with activities: 0.40; 1.75; 1.31 and 0.55 (nmoles/min/mg protein) with the same concentrations of phytic phosphorus. Likewise, the activity values of the alkaline phosphatase at level of the duodenum were of: 890; 1550; 1395 and 472 (µmoles thymolphthalein/min/mg protein) for concentration of phytic phosphorus mentioned. When the proportion of phytic phosphorus in the diet was 80% of the total phosphorus, the values of enzymatic activity diminished significantly (P<0.05). This tendency was similar at the jejunum: 632; 1151; 749 and 405 (µmoles thymolphthalein /min/mg protein) and ileum: 107; 225; 157 y 71 (µmoles thymolphthalein/min/mg protein) with the same concentrations of phytic phosphorus. These results show that the activity of the phytase and of the alkaline phosphatase at the intestinal epithelium increased, when the content of phytic phosphorus with regard to the total phosphorus was between 40 and 60%. However, when the proportion is the same or superior to 80% decreases the activity of both enzymes. This could be explained by the relative saturation of the enzymes phytase and alkaline phosphatase by the sustrate.]]></p></abstract>
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</front><body><![CDATA[ <p align="center"> <b><font face="Verdana">Efecto de concentraciones crecientes de Fósforo Fítico  sobre la actividad de las enzimas fitasa y fosfatasa alcalina en el epitelio  intestinal de ovinos jóvenes. </font></b></p>     <p align="center"> <font face="Verdana" size="2"><b>Pablo Pizzani </b><sup> 1</sup><b>, Susmira Godoy </b><sup> 2</sup><b>, Milagro León </b><sup> 3</sup><b>, Emma Rueda<sup> </sup></b><sup> 3</sup><b>, María Virginia Castañeda </b><sup> 3</sup><b> y Adelis Arias </b><sup> 4</sup></font></p>     <p align="justify"> <font face="Verdana" size="2"><sup>1</sup> Universidad Rómulo  Gallegos, Área Agronomía, Apartado 4563, San Juan de los Morros, estado Guárico,  Venezuela. E-mail:  pablopizzani@yahoo.com</font></p>     <p align="justify"> <font face="Verdana" size="2"><sup>2</sup> Instituto Nacional de  Investigaciones Agropecuarias (INIA), Laboratorio de Nutrición Animal, Maracay, estado  Aragua, Venezuela.</font></p>     <p align="justify"> <font face="Verdana" size="2"><sup>3</sup> Universidad Central  de Venezuela, Facultad de Ciencias Veterinarias, Laboratorio de Enzimología y  Toxicología. Maracay, estado Aragua, Venezuela.</font></p>     <p align="justify"> <font face="Verdana" size="2"><sup>4</sup> Universidad Nacional  Experimental de los Llanos Centro Occidentales Ezequiel Zamora. Venezuela</font></p>     <p align="justify"> <b><font face="Verdana" size="2">RESUMEN</font></b></p>     <p align="justify"> <font face="Verdana" size="2">Con el objetivo de conocer el efecto del  suministro de concentraciones crecientes de fósforo fítico sobre la actividad de  las enzimas fitasa y fosfatasa alcalina en el epitelio intestinal de ovinos  jóvenes, se realizó un experimento con concentraciones crecientes de fósforo  fítico: 0% (T1), 40% (T2), 60% (T3) y 80% (T4). Los animales consumieron las  dietas a razón del 4% del peso vivo durante cuatro semanas. Transcurrido este  período, se sacrificaron todos los animales del ensayo, y se determinó la  actividad de las enzimas en homogenados del epitelio de las diferentes secciones  del intestino delgado (duodeno, yeyuno e ileon). Los resultados muestran valores  de actividad fitásica a nivel del duodeno de: 1,43; 1,85; 1,82 y 0,69 (nmoles/min/mg  de proteína) para concentraciones de T1, T2, T3 y T4, respectivamente, con una  disminución significativa (P&lt;0,05) cuando el 80% del fósforo de la ración estaba  bajo la forma de fósforo fítico. En el yeyuno se mantuvo la misma tendencia con  actividades de: 0,40; 1,75; 1,31; 0,55 (nmoles/min/mg de proteína), con las  mismas concentraciones de fósforo fítico. Así mismo, los valores de actividad de  la fosfatasa alcalina a nivel del duodeno fueron de: 890; 1550; 1395 y 472 (µmoles  timoltafleina/min./mg proteína) para concentraciones de fósforo fítico antes  mencionados. Cuando la proporción de fósforo fitico en la ración fue de 80% del  fósforo total, los valores de actividad enzimática disminuyeron  significativamente (P&lt;0,05). Esta tendencia fue similar a nivel del yeyuno: 632;  1151; 749 y 405 (µmoles timolftaleina/min/mg de proteína) e ileón: 107; 225; 157  y 71 (µmoles timolftaleina/min/mg de proteína) a las mismas concentraciones de  fósforo fítico. Estos resultados muestran que la actividad de las fitasas y de  la fosfatasa alcalina a nivel del epitelio intestinal se incrementa, cuando el  contenido de fósforo fítico con respecto al fósforo total está entre 40 y 60%.  Sin embargo, cuando la proporción es igual o superior al 80% se reduce la  actividad de ambas enzimas. Esto podría ser explicado por la saturación relativa  de las enzimas fitasas y fosfatasa alcalina por el sustrato.</font></p>     <p align="justify"> <font face="Verdana" size="2"><b>Palabras clave:</b> Fitasa, fosfatasa alcalina,  fósforo fítico, homogenado intestinal, ovinos.</font></p>     <p align="center"> <b><font face="Verdana" size="2">Effect of Incresing Concentrations of Phytic  Phosphorus on the Activity of the Phytase and Alkaline Phosphatase Enzymes in  the Intestinal Epithelium of Young Sheep.</font></b></p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p align="justify"> <font face="Verdana" size="2"><b>ABSTRACT </b></font></p>     <p align="justify"> <font face="Verdana" size="2">With the objective to know the effect of supply in  growing concentrations of phytic phosphorus on the activity of the enzymes  phytase and alkaline phosphatase in the intestinal epithelium of young sheep, it  was carried out an experiment with incresing concentration of phytic phosphorus:  0% (T1), 40% (T2), 60% (T3), and 80% (T4). The animals consumed the diets as for  4% of the body weight during four weeks. Lapsed this period, all the animals of  the rehearsal were sacrificed, and the activity of the enzymes was determined in  homogenates of the epithelium of the different sections of the thin intestine  (duodenum, jejunum and ileum). The results showed values of phytase activity at  level of the duodenum of: 1.43; 1.85; 1.82 and 0.69 nmoles/min/mg protein for  concentrations of T1, T2, T3, and T4, respectively, with a significant decrease  (P&lt;0.05) when 80% of the phosphorus of the portion was as phytic phosphorus. In  the jejunum it stayed the same tendency with activities: 0.40; 1.75; 1.31 and  0.55 (nmoles/min/mg protein) with the same concentrations of phytic phosphorus.  Likewise, the activity values of the alkaline phosphatase at level of the  duodenum were of: 890; 1550; 1395 and 472 (µmoles thymolphthalein/min/mg  protein) for concentration of phytic phosphorus mentioned. When the proportion  of phytic phosphorus in the diet was 80% of the total phosphorus, the values of  enzymatic activity diminished significantly (P&lt;0.05). This tendency was similar  at the jejunum: 632; 1151; 749 and 405 (µmoles thymolphthalein /min/mg protein)  and ileum: 107; 225; 157 y 71 (µmoles thymolphthalein/min/mg protein) with the  same concentrations of phytic phosphorus. These results show that the activity  of the phytase and of the alkaline phosphatase at the intestinal epithelium  increased, when the content of phytic phosphorus with regard to the total  phosphorus was between 40 and 60%. However, when the proportion is the same or  superior to 80% decreases the activity of both enzymes. This could be explained  by the relative saturation of the enzymes phytase and alkaline phosphatase by  the sustrate.</font></p>     <p align="justify"> <font face="Verdana" size="2"><b>Key words:</b> Phytase, alkaline phosphatase,  phytic phosphorus, intestinal homogenates, sheep.</font></p>     <p align="justify"> <font face="Verdana" size="2">Recibido: 05 / 03 / 2007. Aceptado: 24 / 05 /  2007.</font></p>     <p align="justify"> <b><font face="Verdana" size="2">INTRODUCCIÓN</font></b></p>     <p align="justify"> <font face="Verdana" size="2">Las fitasas presentes en el tracto digestivo son  enzimas que hidrolizan el inositol hexafosfato, liberando inositol fosfato,  ortofosfatos inorgánicos y mioinositol, permitiendo que una mayor fracción del  fósforo orgánico sea transformada en una forma aprovechable para el animal.</font></p>     <p align="justify"> <font face="Verdana" size="2">La actividad fitásica en el intestino fue  demostrada por primera vez en ratas por Patwarthan [10].  Posteriormente se comprobó que la actividad fitásica está presente en la mucosa  del duodeno de cerdos, conejos, becerros y pollos [1,8],  bajo la forma de meso-inositol-hexafosfato fosfohidrolasa. Aún cuando, se ha  trabajado sobre la actividad fitásica en varias especies, existen muy pocos  trabajos en rumiantes [14].</font></p>     <p align="justify"> <font face="Verdana" size="2">En un principio, existió mucha controversia con  relación a si la fitasa es una enzima independiente o si su actividad se  atribuye a una fosfatasa alcalina, ya que, al igual que las fitasas, la  fosfatasa alcalina hidroliza también ácido fítico. Además, la actividad de ambas  enzimas tienen similar distribución subcelular, tienen el mismo pH óptimo y son  modificadas por la presencia de vitamina D<sub>3</sub> o por bajas  concentraciones de fósforo en la dieta. Más recientemente, Yang y col. [21]  purificaron una proteína de la mucosa intestinal de ratas que presentó actividad  de las enzimas fitasa y de fosfatasa alcalina, las cuales mostraron propiedades  diferentes, lo que sugiere la presencia de dos sitios activos diferentes en una  misma enzima, por lo que, es probable que la fitasa y la fosfatasa alcalina sean  partes de una misma entidad. Sin embargo, la actividad de ambas enzimas difieren  en su magnitud, es decir, la fosfatasa alcalina tiene mayor actividad que la  fitasa.</font></p>     <p align="justify"> <font face="Verdana" size="2">Otras evidencias soportan la hipótesis de que la  fitasa y la fosfatasa alcalina son enzimas independientes [1].</font></p>     <p align="justify"> <font face="Verdana" size="2">La actividad de la fitasa está afectada por  factores genéticos y nutricionales (vitamina D3, iones metálicos Fe<sup>3+2+</sup>,  Ca<sup>2+</sup>, Zn<sup>2+</sup>, Mg<sup>2+</sup>, proporción de fósforo  inorgánico, relación Ca:P, fibra…etc.) [16],  por lo que, existen diferencias en la habilidad de utilizar fósforo fítico entre  especies y entre razas. Por otro lado, los fitatos son hidrolizados en el tracto  intestinal por las fitasas de las células de la mucosa pero también por las  enzimas presentes en la microflora [20],  lo que determina que las diferencias entre especies y edades se deban a la  actividad fitásica bacteriana.</font></p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p align="justify"> <font face="Verdana" size="2">A bajas concentraciones de fosfato en la dieta se  incrementa las actividades de la fosfatasa alcalina y de las fitasas y, en mayor  grado, de fitasas en la mucosa duodenal de aves [6].  Por el contrario, en ratas y cerdos no hay adaptación a bajas concentraciones de  fosfatos en la dieta y no se ha reportado el efecto de concentraciones de  fitatos sobre las actividades de fosfatasa alcalina y fitasas [11].</font></p>     <p align="justify"> <font face="Verdana" size="2">En animales rumiantes, Yanke y col. [22]  determinaron la actividad fitásica de cultivos puros de bacterias bajo  diferentes condiciones de alimentación, y demostraron que la actividad fitásica  del rumen es principalmente de origen bacterial, confirmando los resultados de  Raun y col. [13].  No obstante, cuando se aplican regímenes alimenticios que exigen la  incorporación de altos concentraciones de concentrado (&gt;70%), la actividad  fitásica de los microorganismos es limitante, probablemente debido a una  saturación de su capacidad de hidrolizar el sustrato [4,7].  Para evaluar el efecto de dietas altas en fitato sobre la actividad fitásica en  la mucosa de los diferentes segmentos del intestino delgado en rumiantes  alimentados con concentraciones crecientes de fósforo fítico.</font></p>     <p align="justify"> <b><font face="Verdana" size="2">MATERIALES Y MÉTODOS</font></b></p>     <p align="justify"> <font face="Verdana" size="2">Dieciséis ovinos jóvenes (4 meses de edad) fueron  distribuidos de acuerdo a un diseño completamente aleatorizado en cuatro grupos  de cuatro animales cada uno. Los animales fueron alimentados con concentraciones  crecientes de fósforo fitico 0% (T1), 40% (T2), 60% (T3) y 80% (T4) (<a href="#tab1">TABLA I</a>).  El suministro de alimento duró 4 semanas, a razón del 4% del peso vivo del  animal.</font></p>     <p align="center"> <a name="tab1"> <img border="0" src="/img/fbpe/rc/v18n1/art10tab1.gif" width="570" height="686"></a></p>     
<p align="justify"> <font face="Verdana" size="2">Transcurrido este período, se sacrificaron todos  los animales del ensayo, después de un ayuno de ocho horas, los animales fueron  sacrificados por punción en la vena yugular, desangrándose e inmediatamente se  extrajo todo el intestino delgado, desde el duodeno hasta el ileon, haciendo una  ligadura doble en cada órgano y segmento bajo estudio. Una vez vaciado el  contenido y lavado el tejido de cada sección del tracto digestivo con una  solución de NaCl al 0,9%, se pesaron nuevamente y se tomaron muestras de mucosa  que se colocaron en una solución fisiológica refrigerada a pH neutro, y se  almacenaron en un tanque con nitrógeno líquido hasta su análisis [2,5,11].</font></p>     <p align="justify"> <b><font face="Verdana" size="2">Preparación del homogenado de la mucosa  intestinal</font></b></p>     <p align="justify"> <font face="Verdana" size="2">Todo el procedimiento se realizó entre 0 y 4°C.  Los segmentos intestinales fueron separados de acuerdo a la metodología descrita  por Siddons [17],  perfundidos con solución salina fisiológica, separados, pesados y posteriormente  cortados longitudinalmente y colocados sobre una placa de vidrio y la mucosa  raspada suavemente con una lámina porta objeto. La mucosa fue sumergida en una  solución buffer (50 mM de Manitol y 2 mM de HEPES a pH 7,1) con una relación de  20 ml de buffer por cada gramo de mucosa. Homogenizado a máxima velocidad por 1  minuto, empleando un homogenizador de tejido (Power, modelo 700, EUA). Se  almacenaron alícuotas del homogenado en un tanque de nitrógeno líquido hasta su  análisis.</font></p>     <p align="justify"> <b><font face="Verdana" size="2">Determinaciones enzimáticas</font></b></p>     <p align="justify"> <font face="Verdana" size="2"><b>Fitasa:</b> La actividad de la enzima fitasa  (EC 3.1.3.8) fue determinada por la metodología propuesta por Maenz y Classen [5]  con modificaciones. Fueron incubados 40ul del homogenado a 37°C, con 200 µL de  la sal sódica de inositol hexafosfato 1 mM como sustrato, y 160 µL del buffer  conteniendo 25 mM de MgCl<sub>2</sub> y 50mM de buffer MES a pH 6,0 luego de 15  minutos de incubación, la reacción se detuvo agregando 3600µL de una solución  que contenía 0,28% de molibdato de amonio, SDS al 1,1% y acido ascórbico al 1%.  La concentración de fosfato liberado fue determinada por espectrofotometría a  820nm en un espectrofotómetro Perkin-Elmer, modelo Lambda 11, EUA), el equipo  fue calibrado contra blanco conteniendo todos los reactivos pero en el cual la  muestra de homogenado fue agregada después de detener la reacción. Los valores  de absorbancia obtenidos fueron comparados con los de una curva estándar (0,05 –  0,30 mM) elaborada a partir de una solución 0,5 mM de KH<sub>2</sub>PO<sub>4</sub>.  La actividad de la fitasa se expresó como nmoles de PO<sub>4</sub> hidrolizados  por minuto por miligramos de proteína.</font></p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p align="justify"> <font face="Verdana" size="2"><b>Fosfatasa alcalina:</b> La actividad de la  enzima fosfatasa alcalina (EC 3.1.3.1) se determinó mediante la utilización de  un Kit (Labtest Diagnóstica S.A, Brasil), el cual se fundamenta en la capacidad  que tiene la fosfatasa alcalina de hidrolizar la timolftaleina monofosfato (C<sub>28</sub>  H<sub>29</sub> O<sub>7</sub> P Mg). Durante el proceso de hidrólisis se libera  timolftaleina, que tiene color azul en medio alcalino. El color formado es  directamente proporcional a la actividad enzimática.</font></p>     <p align="justify"> <font face="Verdana" size="2"><b>Procedimiento:</b> Se adicionó 0,05 mL del  sustrato (timolftaleina monofosfato, 22 mmol/L) y 0,5mL tampón (300mmol/L,  pH10,1), a los tubos del patrón, blanco y muestras, preincubándose en baño de  agua a 37°C por 2 minutos. Luego se agregó 0,05 mL del patrón (45 U/L), y 0,05  mL de la muestra a los tubos correspondientes, se mezcló y se incubó por 10  minutos. Luego se adicionó 2 mL del reactivo de color (carbonato de sodio 94  mmol/L y hidróxido de sodio 250 mmol/L), se mezcló retirándose del baño y se  leyó la absorbancia a 590nm, llevando el espectrofotómetro (Perkin Elmer, modelo  Lambdall, EUA) a cero con agua destilada.</font></p>     <p align="justify"> <font face="Verdana" size="2"><b>Cálculos:</b> Fosfatasa alcalina (U/L)=  Absorbancia de la muestra / Absorbancia del patrón</font></p>     <p align="justify"> <font face="Verdana" size="2">1 Unidad Internacional (U) = 1 µmol/min./L</font></p>     <p align="justify"> <font face="Verdana" size="2">La actividad de la fosfatasa alcalina se expresó  como nmoles de Pi hidrolizados de la timolftaleina por minuto por mg de  proteína.</font></p>     <p align="justify"> <font face="Verdana" size="2"><b>Análisis estadístico</b></font></p>     <p align="justify"> <font face="Verdana" size="2">Los resultados de las actividades enzimáticas  fueron analizados de acuerdo a un diseño completamente aleatorizado con arreglo  factorial. Cuando en el ANOVA se detectó diferencias estadísticas significativas  entre los distintos tratamientos evaluados, los promedios fueron separados de  acuerdo a la prueba de Tukey [18].</font></p>     <p align="justify"> <b><font face="Verdana" size="2">RESULTADOS Y DISCUSIÓN</font></b></p>     <p align="justify"> <font face="Verdana" size="2">En la TABLA II se presenta la actividad de la  enzima fitasa (nmoles/min/mg de proteína) en homogenados del epitelio de los  segmentos duodeno, yeyuno e ileon en los corderos alimentados con  concentraciones crecientes de fósforo fítico: 0 % (T1), 40% (T2), 60% (T3) y 80%  (T4). Los valores de actividad fitásica estuvieron comprendidos en un rango de  0,38 a 1,85 (nmoles/min/mg de proteína), los mayores valores correspondieron al  duodeno (entre 0,69 y 1,85 unidades), seguido por yeyuno (entre 0,40 y 1,75  unidades) y finalmente el ileon (entre 0,38 y 0,59 unidades). En concordancia  con lo antes expuesto, Park y col. [9]  señalan que los fitatos que escapan a la degradación ruminal pueden ser  hidrolizados en el intestino delgado de los ovejos.</font></p>     <p align="justify"> <font face="Verdana" size="2">La actividad de la fitasa presentó valores a nivel  del duodeno de: 1,43; 1,85; 1,82 y 0,69 (nmoles/min/mg de proteína) para los  tratamientos T1, T2, T3 y T4 respectivamente. La actividad fitásica disminuyó  significativamente (P&lt;0,05) cuando el 80% del fósforo de la ración estaba bajo  la forma de fósforo fítico. Esta tendencia fue similar a nivel del yeyuno: 0,40;  1,75; 1,31 y 0,55 (nmoles/min/mg de proteína) e ileón 0,42; 0,59; 0,38 y 0,38  (nmoles/min/mg de proteína) con las mismas concentraciones de fósforo fítico  (<a href="#tab2">TABLA II</a>). Estos resultados pueden ser consecuencia de que esta enzima tiende a  ser fuertemente inhibida por exceso de substrato (fitato) y el producto (fósforo  inorgánico) de la reacción [12].</font></p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p align="center"> <a name="tab2"> <img border="0" src="/img/fbpe/rc/v18n1/art10tab2.gif" width="491" height="391"></a></p>     
<p align="justify"> <font face="Verdana" size="2">La <a href="#tab3">TABLA III</a> presenta los valores de la actividad  de la fosfatasa alcalina (µmoles timolftaleina/min/mg de proteína) de homogenado  del epitelio de los segmentos duodeno, yeyuno e ileón de los ovejos de los  diferentes tratamientos. Los valores de la actividad de la fosfatasa alcalina  estuvieron comprendidos en un rango de 71 a 1550, y los mayores valores  correspondieron al segmento duodeno con valores entre 472 y 1550 unidades,  seguido por yeyuno (entre 405 y 1151 unidades) y finalmente el ileon (entre 71 y  225 unidades).</font></p>     <p align="center"> <a name="tab3"> <img border="0" src="/img/fbpe/rc/v18n1/art10tab3.gif" width="489" height="401"></a></p>     
<p align="justify"> <font face="Verdana" size="2">Los valores de actividad de la fosfatasa alcalina  a nivel del duodeno fueron de: 890; 1550; 1395 y 472 (µmoles  timolftaleina/min/mg proteína) para concentraciones de fósforo fitico de 0, 40,  60 y 80%. Esta tendencia fue similar a nivel del yeyuno: 632; 1151; 749 y 405  (µmoles timolftaleina/min/mg de proteína) e ileon: 107; 225; 157 y 71 (µmoles  timolftaleina/min/mg de proteína) a las mismas concentraciones de fósforo  fitico. La actividad de esta enzima disminuyó significativamente (P&lt;0,05) cuando  el porcentaje de fósforo fítico fue de 80%. Por su parte, Yoshio [23],  cuando determinó la actividad de la fosfatasa alcalina en el contenido  gastrointestinal de varios segmentos del intestino delgado, de ovinos y bovinos  alimentados con afrecho de trigo, remolacha azucarera y pasto, encontró valores  de actividad de la fosfatasa alcalina superiores a los reportados en este  trabajo. Probablemente, ello es debido a que la fosfatasa alcalina es una enzima  que se encuentra unida a la superficie de las células del epitelio intestinal [19],  y cualquier incremento en su actividad a nivel de contenido gastrointestinal,  posiblemente sea de origen microbial.</font></p>     <p align="justify"> <font face="Verdana" size="2">Por otra parte, Rueda [15]  reportó valores de actividad de la fosfatasa alcalina de homogenado de epitelio  duodenal de 15,9 y 10,2 (nmoles de p-nitrofenol/min/mg proteína) en pollos de 3  y 6 semanas de edad respectivamente. Davies y Flett [3]  obtuvieron actividades de la fosfatasa alcalina en el intestino delgado de ratas  en un rango de 0,017 a 0,15 umoles/min/mg de proteína. Todos estos valores son  inferiores a los reportados en rumiantes.</font></p>     <p align="center"> <img border="0" src="/img/fbpe/rc/v18n1/art10fig1.gif" width="543" height="535"></p>     
<p align="center"> <img border="0" src="/img/fbpe/rc/v18n1/art10fig2.gif" width="546" height="571"></p>     
<p align="justify"> <b><font face="Verdana" size="2">CONCLUSIONES</font></b></p>     <p align="justify"> <font face="Verdana" size="2">Los resultados de este trabajo señalan que  proporciones de fósforo fítico igual o superior a 80% con respecto al fósforo  total, produjo una reducción, tanto de la actividad fitásica como de la  fosfatasa alcalina, a nivel del epitelio de los segmentos intestinales: duodeno,  yeyuno e ileon. Esto probablemente esté asociado con una saturación de las  enzimas por su sustrato o una inhibición de las mismas por el producto de la  hidrólisis de los fitatos. Sin embargo, cuando el porcentaje de fósforo fítico  con respecto al fósforo total fue menor a 60% la actividad de ambas enzimas,  fueron significativamente superiores al control.</font></p>     <p align="justify"> <b><font face="Verdana" size="2">REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS</font></b></p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<!-- ref --><p align="justify"> <font face="Verdana" size="2">1. BITAR, K.; REINHOLD, H.  Phytase and alkaline phosphatase activities in intestinal mucosa of rat, chicken,  calf and man. <b>Biochem. Biophys. Acta</b> 268: 442-452. 1972.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1593209&pid=S0798-2259200800010001000001&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"> <font face="Verdana" size="2">2. COOPER, J.; GOWING, H.  Mammalian small intestinal phytase (EC 3.1.3.8). <b>Brit. J. of Nutr.</b>  50:673-678. 1983.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1593210&pid=S0798-2259200800010001000002&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"> <font face="Verdana" size="2">3. DAVIES, N.T.; FLETT, A.A. The  similarity between alkaline phosphatase (EC 3.1.3.1) and phytase (EC 3.1.3.8)  activities in rat intestine and their importante in phytate induced zinc  deficiency. <b>Brit. J. of Nutr. </b>39:303-316. 1978.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1593211&pid=S0798-2259200800010001000003&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"> <font face="Verdana" size="2">4. GODOY, S.; MESCHY, F.  Utilisation of phytic phosphorus by rumen bacteria in a semi-continuous culture  system (RUSITEC). <b>S. Afr. J. Anim. Sci. </b>29: 148-149. 2001.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1593212&pid=S0798-2259200800010001000004&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"> <font face="Verdana" size="2">5. MAENZ, D.; CLASSEN, H. Phytase  activity in the small intestinal brush border membrana of the chicken. <b>Poult.  Sci. </b>77: 357-363. 1998.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1593213&pid=S0798-2259200800010001000005&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"> <font face="Verdana" size="2">6. MCCUAIG, L.W.; DAVIES, M.I.;  MOTZOK, I. Intestinal alkaline phosphatase and phytase of chicks: effect of  dietary magnesium, phosphorus and thyroactive casein. <b>Poult Sci. </b> 51:526-530. 1972.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1593214&pid=S0798-2259200800010001000006&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"> <font face="Verdana" size="2">7. MESCHY, F.; GUEGUEN, L. Les  recommandations d´apport alimentaire en éléments minéraux : analyse et  perspectives. <b>Renc. Rech. Rumin</b> 5: 237-240. 1998.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1593215&pid=S0798-2259200800010001000007&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"> <font face="Verdana" size="2">8. MORSE, D.; HEAD, H.H.; WILCOX,  C.J.; VAN HORN, H.H.; HISSEM, C.D.; HARRIS JR, B. Effects of concentration of  dietary phosphorus on amount and route of excretion. <b>J. Dairy Sci.</b> 75:  3039-3049. 1992.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1593216&pid=S0798-2259200800010001000008&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"> <font face="Verdana" size="2">9. PARK, W. Y.; MATSUI, T.; YANO,  F.; YANO, H. Heat treatment of rapeseed meal increases phytate flow into the  duodenum of sheep. <b>Anim. Feed. Sci. Technol. </b>88: 31-37. 2002.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1593217&pid=S0798-2259200800010001000009&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"> <font face="Verdana" size="2">10. PATWARTHAN, V.N. The  occurrence of phytic-splitting enzyme in the intestine of albine rats. <b> Biochem. J.</b> 31:560-563. 1937.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1593218&pid=S0798-2259200800010001000010&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"> <font face="Verdana" size="2">11. POINTILLART, A.; FONTAINE,  N.; THOMASSET, M.; JAY, M.E. Phosphorus utilization and intestinal phosphatase  and hormonal control of calcium metabolism in pig fed phytic phosphorus:soybean  of rapessed diets.<b> Nutr. Rep. Int. </b>32:155-167. 1985.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1593219&pid=S0798-2259200800010001000011&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"> <font face="Verdana" size="2">12. POWER, R.; KHON, N. PHYTASE:  The limitations to its universal use and how biotechnology is responding.  Biotechnology in the feed industry. <b>Proceedings of Alltech´s.</b>  Nicholasville, Kentucky. 335-367pp. 1993.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1593220&pid=S0798-2259200800010001000012&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"> <font face="Verdana" size="2">13. RAUN, A.; CHENG, E.;  BURROUGHS, W. Phytate phosphorus hydrolysis and availability to rumen  microorganisms. <b>J. Agric. Food Chem.</b> 4: 869-871. 1956.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1593221&pid=S0798-2259200800010001000013&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"> <font face="Verdana" size="2">14. REID, R.L.; FRANKLIN, M.C.; HALLSWORTH, E.G. The utilization of phytate phosphorus by sheep. <b>Aust. Vet.  J. </b>23: 136. 1947.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1593222&pid=S0798-2259200800010001000014&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"> <font face="Verdana" size="2">15. RUEDA, E. Efecto de la Concanavanina A sobre las enzimas digestivas en pollos de engorde. FCV. UCV.  Maracay. Trabajo de Ascenso. 64 pp. 2004.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1593223&pid=S0798-2259200800010001000015&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"> <font face="Verdana" size="2">16. SALLE, P.H.; RAVINDRAN, V.  Microbial phytase in poultry nutrition. Review.<b> Anim. 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