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<article-title xml:lang="es"><![CDATA[Identificación molecular de una cepa de herpesvirus bovino tipo 2 en Venezuela]]></article-title>
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<abstract abstract-type="short" xml:lang="en"><p><![CDATA[Bovine mamilitis is a viral disease which is caused by Bovine Herpes Virus type 2 (BHV - 2). This disease is difficult to differentiate of Food and Mouth Disease (FMD) because infected cows show vesicles and ulcerating lesions on teats and udder. In order to investigate if BHV-2 is present in Venezuelan cattle udder samples of eight cows undergoing clinical symptoms similar to FMD were taken and tested for viral diagnostic. All samples were negative to FMD and vesicular stomatitis, but a viral strain with cytopathic effect typical to BHV-2 was isolated from one of them when a primary cells culture of bovine kidney fetus was inoculated. The presence of BHV-2 was confirmed in Venezuela according with the cytopathic effect, the PCR product of 422 bp obtained by specific test and the significant alignments by BLAST.]]></p></abstract>
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</front><body><![CDATA[  <BASEFONT SIZE="3">     <p align="center" style="text-align:center"><b> <span style="font-family:Verdana; color:black">Identificación molecular de una cepa de herpesvirus bovino tipo 2  en Venezuela</span></b></p>      <P ALIGN="center"><FONT COLOR="000000" FACE="Verdana"> <B>Molecular identification of a bovine herpes virus type 2 strain in Venezuela</B></FONT></P>     <P ALIGN="center"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> <B>César Obando </B><SUP><B>1</B></SUP><B>, Mayra Hidalgo </B><SUP><B>1</B></SUP><B>, Yennyfer Montoya </B><SUP><B>1</B></SUP><B>, Luzmir Boyer </B><SUP><B>1</B></SUP><B>, Magaly  Bracamonte </B><SUP><B>1</B></SUP><B>, Florangel Conde </B><SUP><B>2 </B></SUP><B>y</B><SUP><B> </B></SUP><B>Domingo</B><SUP><B> </B></SUP><B>Garzaro </B><SUP><B>3</B></SUP> </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> <SUP>1 </SUP>Laboratorio de Virología, Sanidad Animal – Centro Nacional de Investigaciones  Agropecuarias (CENIAP) – Instituto Nacional&nbsp; de Investigaciones Agrícolas  (INIA).    Venezuela.</FONT></P>     <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> <SUP>2 </SUP>Laboratorio de Enfermedades Vesiculares, Sanidad Animal –  CENIAP – INIA. Venezuela</FONT></P>     <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> &nbsp;<SUP>3 </SUP>Laboratorio de Virologia Molecular. Instituto Venezolano  de Investigaciones Científicas.   Venezuela E-mail:  <a href="mailto:cobando@inia.gob.ve">cobando@inia.gob.ve</a></FONT></P>     <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> <B>RESUMEN</B> </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> El herpesvirus bovino tipo 2 (HVB-2) es el agente responsable de la mamilitis  bovina, enfermedad que puede ser confundida con la fiebre aftosa por las  lesiones que ocasiona en la ubre y pezones de las vacas infectadas. Para  investigar su presencia en el país, se procesaron con fines de diagnóstico  virológico muestras de tejidos epiteliales de ubre, recolectadas de ocho  vacas con sospecha clínica de fiebre aftosa. Todas las muestras resultaron  negativas a fiebre aftosa y estomatitis vesicular, pero de una de ellas  se aisló una cepa viral en cultivo primario de riñón fetal bovino, la cual  ocasionó un efecto citopático característico al observado por la acción  del virus HVB-2. Mediante la prueba de PCR se amplificó una banda de 422  pb, la cual se correspondió al producto esperado de acuerdo al protocolo  empleado para el diagnóstico molecular de <I>herpesvirus bovino </I>tipo 2<I>. </I>El  análisis por BLAST y la alineación de las secuencias del amplicon obtenido  permitió confirmar la presencia de este virus en el país. </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> <B>Palabras clave:</B> Mamilitis bovina, herpesvirus bovino tipo 2, detección molecular. </FONT></P>      ]]></body>
<body><![CDATA[<P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> <B>ABSTRACT</B> </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Bovine mamilitis is a viral disease which is caused by Bovine Herpes Virus  type 2 (BHV – 2). This disease is difficult to differentiate of Food and  Mouth Disease (FMD) because infected cows show vesicles and ulcerating  lesions on teats and udder. In order to investigate if BHV-2 is present  in Venezuelan cattle udder samples of eight cows undergoing clinical symptoms  similar to FMD were taken and tested for viral diagnostic. All samples  were negative to FMD and vesicular stomatitis, but a viral strain with  cytopathic effect typical to BHV-2 was isolated from one of them when a  primary cells culture of bovine kidney fetus was inoculated. The presence  of BHV-2 was confirmed in Venezuela according with the cytopathic effect,  the PCR product of 422 bp obtained by specific test and the significant  alignments by BLAST. </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> <B>Key words:</B> Bovine mamilitis, bovine herpes virus type 2, molecular detection. </FONT></P>     <p align="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Recibido: 04 / 04 / 2008.  Aceptado: 20 / 03 / 2009. </FONT></p>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> <B>INTRODUCCIÓN</B> </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Los virus que integran la familia <I>Herpesviridae</I> son virus con envoltura,  de 200 a 300 nm de diámetro y el genoma consiste en una doble cadena de  ADN que varía entre 120 a 250 Kbp. La familia está conformada por tres  subfamilias: <I>Alphaherpesvirinae, Betaherpesvirinae y Gammaherpesvirinae</I>.  Los herpesvirus reconocidos en el bovino pertenecen a la <I>Alpha</I> <I>o Gamma-herpesvirinae</I>.  El <I>herpesvirus bovino tipo 2</I> (HVB-2) pertenece a la subfamilia <I>Alphaherpesvirinae</I>  y ha sido asociado con dos síndromes clínicos: pseudodermatosis nodular  contagiosa y mamilitis bovina, caracterizados por ocasionar lesiones ulcerativas  en la ubre y pezones de las vacas, y zonas alopécicas generalizadas de  tamaño pequeño en la piel de los bovinos infectados, que en algunos casos  pueden hacerse confluentes [10, 15]. Estos síndromes también son referidos  como enfermedad del herpes dermopático bovino [9]. </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> En Venezuela, se sospecha de la existencia de ambos síndromes por las características  clínicas observadas en el ganado, a pesar de no existir un diagnóstico  de laboratorio que haya confirmado la presencia del agente etiológico.  La mamilitis bovina reviste especial importancia porque pudiera estar confundiéndose  con alguna enfermedad vesicular, particularmente con fiebre aftosa, la  cual se encuentra bajo un programa de erradicación. En consecuencia, se  realizó el siguiente trabajo a fin de investigar la presencia de este agente  viral en Venezuela. </FONT></P>    <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> <B>MATERIALES Y MÉTODOS</B> </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> <B>Muestras</B> </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> La muestra objeto de estudio consistió en trozos de tejidos de epitelio  de ubre o pezón, recolectados de 8 vacas de diferentes edades, con lesiones  similares a las ocasionadas por el virus de la fiebre aftosa, los cuales  fueron conservados en glicerina buferada (40%) y transportados en cavas  con hielo al laboratorio de Enfermedades Vesiculares de Sanidad Animal,  Centro Nacional de Investigaciones Agropecuarias- Instituto Nacional de  Investigaciones Agrícolas (CENIAP-INIA) para diagnóstico de fiebre aftosa.  Las muestras procedían de rebaños ubicados en los estados Zulia (3), Trujillo  (1), Lara (1), Cojedes (2) y Barinas (1). </FONT></P>      ]]></body>
<body><![CDATA[<P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> <B>Procesamiento de las muestras Identificación de antígenos virales</B> </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Para investigar la presencia de agentes virales se prepararon suspensiones  de los tejidos en solución salina 1/5 (p/v), y se corrieron para identificación  de virus de fiebre aftosa y estomatitis vesicular, mediante la técnica  de fijación de complemento (FC) 50%, descrita en el Manual de Diagnóstico  de Laboratorio de las Enfermedades Vesiculares [1]. Simultáneamente, alícuotas  de las suspensiones se probaron mediante la técnica de ELISA Sándwich Indirecta  [4]. </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> <B>Aislamiento viral</B> </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Con fines de aislamiento viral, se utilizaron monocapas preformadas de  72 horas de cultivos primarios de riñón fetal bovino (RFB), crecidas en  medio Eagle MEM (GIBCO BRL), suplementado con 10% de suero fetal bovino  (GIBCO BRL), penicilina (100 UI/mL) y streptomicina (100 µg/mL) [11]. Brevemente,  las suspensiones fueron tratadas con antibióticos (penicilina 500 UI/mL  y estreptomicina 500 µg/mL) por una hora a 4°C y se inoculó 0,5 mL de ellas  en frascos de cultivo plásticos de 25 cm<SUP>2</SUP>, con las monocapas de RFB, las  cuales fueron previamente lavadas con medio de mantenimiento (el mismo  medio pero sin suero fetal bovino). El inóculo se dejó adsorber por 1 hora  a 37°C, se descartó y se agregó medio de mantenimiento, suplementado con  3% de suero fetal bovino. Seguidamente, los frascos se incubaron a 37°C,  realizándose observaciones diarias con microscopio invertido con aumento  100 X. Cada muestra fue objeto de cuatro pases en RFB, antes de ser considerada  libre de virus citopatogénicos. </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> <B>Prueba de PCR para herpesvirus bovino tipo 2 (HVB-2)</B> </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Extracción del ácido nucleico. La extracción del ácido nucleico (ADN) se  realizó mezclando 25 µL de las suspensiones virales resultantes de las  muestras inoculadas en cultivo celulares con una solución de 133 µL de  Chelex 100 Bio RAD (7,5%), Proteinaza K (10 mg/mL) y DTT (1M), la cual  se incubó a 56°C por 45 minutos, en un baño maría marca P/S, elaborado  por Precision Scientific CO, EUA. Seguidamente se agitó vigorosamente y  se centrifugó a 13.000g por 10 segundos en una centrífuga Universal 32  R, marca Hettich de fabricación alemana, se incubó en baño de agua hirviendo  por 8 minutos, repitiendo los pasos de agitación y centrifugación, la cual  se realizó por 3 minutos. La muestra se almacenó a –20°C hasta su uso,  en un congelador marca Whirpool, Modelo EV190NXWN01, elaborado por Whirpool  Corporation Benton Harbor, EUA. </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Amplificación por PCR. Para ello se siguió un protocolo utilizando los  primers 4109 (5’ GCGGCGGCGGAGTC TGGCTTTGAG 3’) y 4110 (5’TCGCTGATGTTGTTCGGA  GGGAGGTTGA 3’) [7], que amplifican un segmento de 422 pares de bases del  gen UL 29, que codifica para la principal proteína de unión al ADN del  HVB-2 [8]. Como control positivo se utilizó la cepa de herpesvirus bovino  tipo 1 (HVB-1) de referencia del laboratorio de Virologia del CENIAP –  INIA, por no disponer de una cepa de HVB-2, y los primers TK1 (5’ AGA CCC  CAG TTG TGA TGA ATG C 3’) y TK2 (5’ ACA CGT CCA GCA CGA ACA CC 3’), ambos  descritos para la detección de genoma de HVB-1 [2]. La mezcla de reacción  para el PCR tenía un volumen final de 50 µL y contenía 10mM Tris hidrocloruro  (pH 8,3), 1,5mM MgCl<SUB>2</SUB>, 100 µM dNTPs, 1 U de Taq polimerasa, 1 µM de cada  primer y 5 µL del producto extraído de cada muestra. Se incluyó un control  negativo de PCR (agua) en todas las corridas. Las mezclas para cada muestra  y los controles se sometieron a un proceso de amplificación en un termociclador  Modelo PTC 200, M J Research, fabricado en EUA, de la siguiente manera:  predesnaturalización a 94°C por 3 minutos, seguida por 40 ciclos a 94°C  por 30 segundos, 68°C por 1 minuto y 72°C por 30 segundos, y una extensión  final a 72°C por 7 minutos. </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> El resultado de la amplificación fue observado en un gel de agarosa 1,8%  en buffer TBE (TRIS 89mM, ácido bórico 89mM, pH 8), teñido con bromuro  de etidio, utilizando un transiluminador UV – modelo M -20 Upland, fabricado  en EUA. El producto se comparó con un marcador de peso molecular de 100  a 1.500 pb, elaborado por Invitrogen en EUA. </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> <B>Caracterización molecular</B> </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Para la caracterización molecular de la cepa aislada, el amplicón de tamaño  correspondiente al esperado (422 pb), obtenido por PCR fue secuenciado  en un equipo automático (ABI Prism 377, Macrogen, Korea) utilizando los  mismos primers que se utilizaron para las reacciones de PCR. Las secuencias  obtenidas fueron editadas, alineadas y comparadas por BLAST, con secuencias  de la cepa de referencia (M21628.1 | HSBGLYB) herpesvirus bovino tipo 2  - gen de la glicoproteina b.</FONT></P>     ]]></body>
<body><![CDATA[<P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> <B>RESULTADOS Y DISCUSIÓN</B> </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> <B>Identificación de antígenos de fiebre aftosa y estomatitis vesicular por  FC y ELISA</B> </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Las suspensiones de las muestras de tejidos recolectados de las 8 vacas  resultaron negativas a los virus de fiebre aftosa (FA) y estomatitis vesicular  (EV), tanto por la técnica de FC 50% [1] como por la técnica de ELISA,  indicando que ninguno de estos virus era responsable de las lesiones observadas  en las ubres de los animales muestreados. Este resultado no es de extrañar  ya que usualmente, alrededor del 50% de las muestras recolectadas de bovinos  con lesiones sospechosas de enfermedad vesicular, resultan negativas a  estos virus [13]. Además, el análisis filogenético de cepas aisladas durante  el año 2003 [12] y la caracterización antigénica de los aislados de FA  y EV, evidencia que los tipos de virus que circulan actualmente en el campo  están restringidos a los subtipos O1 y A24, para FA y a los tipos New Jersey  e Indiana, para EV [5], lo que minimiza la posibilidad de que otros subtipos  de virus de fiebre aftosa no sean detectados por diferencias antigénicas. </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> <B>Aislamiento viral</B></FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> En 7 de los 8 cultivos celulares inoculados con las muestras problemas  no se observó efecto citopático, lo que corroboró en éstas últimas la ausencia  de virus de fiebre aftosa y estomatitis vesicular, tal como lo mostró el  resultado de las pruebas serológicas específicas para el diagnóstico de  dichos virus. A pesar que es frecuente obtener resultados negativos a enfermedades  vesiculares, de muestras de bovinos con lesiones compatibles con ellas,  estos resultados son indicativos de la adecuada especificidad de las técnicas  empleadas para su diagnóstico. Se debe tener presente que el éxito de un  diagnóstico viral por aislamiento, depende en gran parte de la calidad  de las muestras [6], siendo fundamental el momento de la recolección y  de la conservación de las mismas, además considerar que los animales no  hayan sido tratados, aspectos que pudieran haber influido en la ausencia  de aislamiento viral, conocida la elevada sensibilidad de los cultivos  primarios de riñón fetal bovino.</FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> De la muestra de tejidos de pezón recolectados de un bovino del estado  Falcón, después del segundo pase, fue posible observar un efecto citopático  caracterizado por redondeamiento de las células, formación de sincicios  entre ellas y desprendimiento (<a href="#fig1">FIG. 1</a>). A pesar de las características  del efecto citopático observado, muy similar al ocasionado por el HVB-2,  alícuotas de la suspensión vírica obtenida se remitieron nuevamente al  laboratorio de Enfermedades Vesiculares para confirmar que no se trataba  de fiebre aftosa ni de estomatitis vesicular, siendo los resultados acordes  con las expectativas.</FONT></P>     <P ALIGN="center"><a name="fig1"> <img border="0" src="/img/fbpe/rc/v20n1/art06fig1.gif" width="465" height="421"></a></P>      
<P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> <B>Prueba de PCR para herpesvirus bovino tipo 2 (HVB-2)</B> </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Mediante la prueba de PCR se pudo amplificar un producto de 422 pb, tamaño  esperado para los HVB-2 (<a href="#fig2">FIG. 2</a>), con base al protocolo descrito por d’Offay  y col. [7], el cual se siguió sin ninguna modificación. Los primers diseñados  para amplificar un segmento del genoma del HVB-1, para un producto de 183  pb, los cuales se utilizaron como control positivo con la cepa homóloga  de referencia del laboratorio, no amplificaron ningún segmento en la muestra  problema, pero si lo hicieron frente al herpes virus homólogo (HVB-1),  a pesar que se siguió el mismo protocolo para HVB-2. Este resultado indicó  una buena especificidad del protocolo de PCR utilizado para HVB-2, en comparación  con la cepa HVB-1 de referencia, lo cual era de esperarse ya que molecularmente  el HVB-2 está más estrechamente relacionado con el HVS-1 (humano) que con  los herpesvirus de los rumiantes [14]. Sin embargo, es conocido que existe  una alta homología genómica entre los herpesvirus de los rumiantes [3].  La alineación de las secuencias y el análisis por BLAST indicó claramente  que, el producto de amplificación del genoma se correspondió al producto  de amplificación del genoma de HVB-2 de referencia, con una identidad de  nucleótidos de 99%.</FONT></P>     <P ALIGN="center"><a name="fig2"> <img border="0" src="/img/fbpe/rc/v20n1/art06fig2.gif" width="461" height="496"></a></P>     
]]></body>
<body><![CDATA[<P ALIGN="center"> <img border="0" src="/img/fbpe/rc/v20n1/art06fig3.gif" width="575" height="452"></P>     
<P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> <B>CONCLUSIONES</B> </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> A pesar de que no se incorporó en la prueba de PCR un control positivo,  por no existir en ningún laboratorio del país una cepa de HVB-2 de referencia,  la caracterización molecular fue determinante en que la cepa viral aislada  se ubica dentro del HVB-2, responsable de la mamilitis herpética bovina,  al obtenerse una estrecha relación genética del amplicon (99% de identidad  de nucleótidos) con la cepa de referencia de herpesvirus bovino tipo 2  - gen de la glicoproteina b (gB) (M21628.1 | HSBGLYB). </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> En consecuencia, este virus está circulando en bovinos de Venezuela y es  posible que las lesiones que ocasiona puedan estarse confundiendo con las  producidas por el virus de la fiebre aftosa, contribuyendo en algún grado,  con el elevado número de diagnósticos negativos que resultan de muestras  sospechosas de enfermedad vesicular. Por lo tanto, este hallazgo debe tenerse  muy en cuenta por los profesionales y técnicos que adelantan el programa  de erradicación de la fiebre aftosa en el país.</FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> <B>RECOMENDACIONES</B> </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Se recomienda incrementar las actividades de aislamiento viral a partir  de muestras recolectadas de vacas con lesiones vesiculares o ulcerativas  en ubre y realizar estudios de caracterización molecular de las cepas aisladas,  negativas a fiebre aftosa y estomatitis vesicular, mediante protocolos  específicos para HVB – 2. Esto con la finalidad de mejorar el diagnóstico  diferencial de la fiebre aftosa y de conocer el grado de implicación de  este virus en dichas lesiones. </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> <B>AGRADECIMIENTO</B> </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> Esta investigación fue financiada en parte por el convenio FONACIT-PNUD,  Proyecto 2005000010. </FONT></P>      <P ALIGN="justify"><FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> <B>REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS</B> </FONT></P>      <!-- ref --><P ALIGN="justify"><font face="Verdana" size="2">1. </font> <FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> ALONSO, A. Manual de Diagnóstico de Laboratorio de las Enfermedades Vesiculares.  <B>Serie de Manuales didácticos. </B>Nº 15. OPS – OMS. 50 pp. 1986. </FONT>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1632650&pid=S0798-2259201000010000600001&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><P ALIGN="justify"><font face="Verdana" size="2">2. </font> <FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> ALEGRE, M.; NANNI, M.; FONDEVILA, N. Development of a multiplex polymerase  chain reaction for the differentiation of Bovine Herpesvirus-1 and –5.  <B>J. Vet. 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Pp 16. 1999. </FONT>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1632653&pid=S0798-2259201000010000600004&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"><font size="2" face="Verdana">5. </font> <FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> CONDE, F.; OBREGON, J.; NOVELL, M. Diagnóstico de la fiebre aftosa en Venezuela:  Estudio Retrospectivo. <B>XXII Cursillo sobre Bovinos de Carne</B>, Maracay- FCV-  UCV. 18-19 de Octubre. 245-261 pp. 2007. </FONT>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1632654&pid=S0798-2259201000010000600005&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><P ALIGN="justify"><font face="Verdana" size="2">6. </font> <FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> CRESPO, M. El diagnóstico viral por el laboratorio. <B>Colomb. Méd. </B>31: 135-150.  2000. </FONT>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1632655&pid=S0798-2259201000010000600006&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><P ALIGN="justify"><font face="Verdana" size="2">7. </font> <FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> D’OFFAY, J.; FLOYD, J.; EBERLE, R.; SALIKI, J.; BROCK, K.; D’ANDREA, G.;  MCMILLAN, K. Plenum Press, Use of a polymerase chain reaction assay to  detect bovine herpesvirus type 2 DNA in skin lesions from cattle suspected  to have pseudo-lumpy skin disease. <B>J.A.V.M.A</B>. 222: 1404-1407. 2003. </FONT>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1632656&pid=S0798-2259201000010000600007&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><P ALIGN="justify"><font face="Verdana" size="2">8. </font> <FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> HAMMERSCHMIDT, W.; CONRATHS, F.; MANKERTZ, J.; PAULI, G.; LUDWIG, H.; BUHK,  H.J. Conservation of a gene cluster including glycoprotein B in bovine  herpesvirus type 2 (BHV-2) and herpes simplex virus type 1 (HSV-1). <B>Virol.</B>  165: 388-405. 1988. </FONT>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1632657&pid=S0798-2259201000010000600008&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><P ALIGN="justify"><font face="Verdana" size="2">9. </font> <FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> LUDWING, H. Bovine herpesviruses. In: <B>The herpesviruses. </B>Roizman B (Ed).  Plenum Press, New York. Vol. 2. 135-214 pp. 1983. </FONT>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1632658&pid=S0798-2259201000010000600009&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><P ALIGN="justify"><font face="Verdana" size="2">10. </font> <FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> MAY, J.T. Comparison of six Australian isolates of bovine herpesvirus 2  based on UL24 gene after a passage in MDBK cells. <B>Acta Virol</B>. 46: 175-178.  2002. </FONT>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1632659&pid=S0798-2259201000010000600010&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><P ALIGN="justify"><font face="Verdana" size="2">11. </font> <FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> OBANDO, C.; HIDALGO, M.; AVILA, J.; CANDELO, N. Aislamiento de poxvirus  durante el brote de una zoonosis en el estado Zulia, Venezuela. <B>Rev. Científ</B>.  <B>FCV-LUZ</B>. 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PLAZA, N.; MOLINA, M.; RIVAS, R. Informe Epidemiológico. Unidad de Epidemiología  - CENIAP - INIA. 1-15 pp. 2006. </FONT>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1632662&pid=S0798-2259201000010000600013&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><P ALIGN="justify"><font face="Verdana" size="2">14. </font> <FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> SCHWYZER, M.; ACKERMANN, M. Molecular virology of ruminant herpesviruses.  <B>Vet. Microbiol. </B>53: 17-29. 1996. </FONT>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1632663&pid=S0798-2259201000010000600014&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><P ALIGN="justify"><font face="Verdana" size="2">15. </font> <FONT COLOR="000000" SIZE="2" FACE="Verdana"> SMEE, D.F.; LEONHARDT, J.A. Vaccination against bovine herpes mammillitis  virus infections in guinea pigs. <B>Comp. Immunol. Microbiol.</B> <B>Infect. Dis</B>.  14:133-150. 1994. </FONT>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=1632664&pid=S0798-2259201000010000600015&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --> ]]></body>
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