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<article-title xml:lang="es"><![CDATA[Psammolestes arthuri naturalmente infectado con Trypanosoma cruzi encontrado en simpatría con rhodnius prolixus y triatoma maculata en nidos de aves en el estado Anzoátegui, Venezuela]]></article-title>
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</front><body><![CDATA[   <font FACE="Verdana">     <p ALIGN="center"><b><span style="font-family:Verdana">Psammolestes arthuri  naturalmente infectado con Trypanosoma cruzi encontrado en simpatría con  rhodnius prolixus y triatoma maculata en nidos de aves en el estado Anzoátegui,  Venezuela</span></b></p>     <p ALIGN="center"><b><span lang="EN-GB" style="font-family: Verdana"> Psammolestes arthuri naturally infected with Trypanosoma cruzi found in sympatry  with Rhodnius prolixus and Triatoma maculata on bird nests in Anzoátegui state,  Venezuela</span></b></p> </font><font FACE="Verdana" SIZE="2">     <p ALIGN="center"><b>Pedro José Cruz-Guzmán<sup>1</sup>, Antonio Morocoima<sup>1</sup>, José David  Chique<sup>1</sup>, Jesmar Ramonis-Quintero<sup>1</sup>, Manuel Toquero Uzcátegui<sup>1</sup>, Hernán J.  Carrasco<sup>2</sup></b></p>     <p ALIGN="justify">1 Universidad de Oriente, Núcleo de Anzoátegui, Escuela de  Ciencias de la Salud, Centro de Medicina Tropical de Oriente, Barcelona,  Venezuela,</p>     <p ALIGN="justify">2 Universidad Central de Venezuela, Facultad de Medicina,  Instituto de Medicina Tropical, Laboratorio de Biología Molecular de  Protozoarios, Caracas, Venezuela E-mail: <a href="mailto:amorocoima@gmail.com"> amorocoima@gmail.com</a></p>     <p ALIGN="justify"><b>RESUMEN</b></p>     <p ALIGN="justify">En Venezuela, la enfermedad de Chagas es un problema de salud  pública con aproximadamente dos millones de personas infectadas y más de seis  millones en riesgo de contraer la patología. En esta investigación se comprobó  la presencia del chinche triatómido, Psammolestes arthuri, en nidos de  diferentes especies de aves en comunidades rurales del estado Anzoátegui,  algunos de ellos infectados naturalmente con Trypanosoma cruzi, en simpatria con  otros triatominos (Rhodnius prolixus y Triatoma maculata). Se recolectaron 3.277  triatominos en 478 nidos de seis especies de aves (Phacellodomus rufifrons,  Troglodytes aedon, Icterus icterus, I. nigrogularis, Cacicus cela y Psarocolius  decumanus). Se encontró que 99,05% (3.246/3.277) eran ejemplares de Ps. arthuri  y 0,95% (31/3.277) de otras especies de triatominos, dentro de las cuales 0,57%  (19/3.277) era R. prolixus y 0,37% (12/3.277) T. maculata. De los Ps. arthuri  encontrados, 0,12% (4/3.246) presentaron infección natural por T. cruzi. La  caracterización parasitológica de uno de los aislados de T. cruzy en ratones  albinos machos de la cepa MNRI, mostró alta afinidad por células de musculatura  cardiaca, esquelética y lisa, con una parasitemia máxima de 2,4 x 104 parásitos/mL  de formas sanguícolas de T. cruzi y una mortalidad de 100% de los ratones  inoculados. Este aislado fue tipificado molecularmente como perteneciente al  genotipo TcIII. Los resultados muestran que en el estado Anzoátegui, P. arthuri  es una especie que se alimenta predominantemente de sangre de aves con bajo  riesgo de transmisión vectorial de la enfermedad de Chagas a humanos.</p>     <p ALIGN="justify"><b>Palabras clave</b>: Hemiptera, Reduviidae, Triatominae,  Kinetoplastida, Trypanosomatidae, Aves, Passeriformes.</p>     <p ALIGN="justify"><b>ABSTRACT</b></p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p ALIGN="justify">In Venezuela, Chagas' disease is a public health problem with  around 2 million people infected and more than 6 million under risk of infection.  In this study the presence of the triatomid Psammolestes arthuri is reported in  nests of different species of birds from rural communities of Anzoátegui State,  some of them found naturally infected with Trypanosoma cruzi, in sympatry with  other species of triatomines (Rhodnius prolixus y Triatoma maculata). A total of  3,277 triatomine specimens were collected in 478 nests from 6 species of birds (Phacellodomus  rufifrons, Troglodytes aedon, Icterus icterus, I. nigrogularis, Cacicus cela y  Psarocolius decumanus). It was found that 99.05% (3246/3277) of specimens were  P. arthuri and 0.95% (31/3277) other triatomine species, from which 0.57%  (19/3277) were R. prolixus and 0.37% (12/3277) T. maculata. Only 0.12% (4/3246)  of P. arthuri were infected with T. cruzi. The parasitological characterization  of one T. cruzi isolate in white male NMRI mice showed high affinity for cardiac,  skeletal and smooth muscle cells, with a peak parasitemia of 2.4 x 104  parasites/ mL blood stream forms of T. cruzi and 100% mortality of inoculated  mice. This isolate was molecularly typed as belonging to TcIII genotype. The  results show that in Anzoátegui State, P. arthuri predominantly feed on blood of  birds, representing a low risk for vector transmission of Chagas' disease to  humans.</p>     <p ALIGN="justify"><b>Key words</b>: Hemiptera, Reduviidae, Triatominae,  Kinetoplastida, Trypanosomatidae, Aves, Passeriformes.</p>     <p ALIGN="justify">Recibido: agosto 2014. Aprobado: octubre 2014. Versión final:  noviembre 2014.</p>     <p ALIGN="justify"><b>INTRODUCCIÓN</b></p>     <p ALIGN="justify">La enfermedad de Chagas o tripanosomosis Americana es una  parasitosis crónica, que se desarrolla en una biogeosenosis compleja, cuyo  agente etiológico es el protozoario hemoflagelado Trypanosoma (Schizotrypanum)  cruzi (Kinetoplastida, Trypanosomatidae). Este parásito circula entre numerosas  especies de mamíferos que actúan como reservorios. Su transmisión se produce  principalmente a través de la contaminación fecal, procedente de las deyecciones  de insectos hematófagos del suborden Gymnocerata (Hemiptera; Reduviidae;  Triatominae) denominados triatominos, conocidos popularmente como chipos en  Venezuela (Barretto 1979, Aché 1993, Herrera 2010, Carrasco et al. 2012, 2013).</p>     <p ALIGN="justify">Dentro de los triatominos, el género Psammolestes se compone  de tres especies: Ps. coreodes, Ps. tertius y Ps. arthuri (Galvão et al. 2003).  Se sugiere que éstas se especializaron para explotar microhábitats como nidos de  aves en bosques abiertos (Lent y Wygodzinsky 1979, Abad-Franch y Monteito 2007,  Abad-Franch et al. 2009). Estas especies no se distinguen fácilmente desde el  punto de vista morfológico (Lent y Wygodzinsky 1979, Aldana et al. 1996, Cazorla  2007); de allí que se insiste en la necesidad de complementar los estudios  morfológicos tradicionales con la morfometría, electroforesis de isoenzimas o  patrones de ADN/ARN (Costa et al. 1997, Schachter-Broide et al. 2004, Dos Santos  et al. 2007). Ps. arthuri es el representante más septentrional del género,  ampliamente distribuido en Venezuela y Colombia (Carcavallo et al. 1999, Gurgel-Gonçalves  y Bandeira 2009).</p>     <p ALIGN="justify">Psammolestes arthuri, única especie del género presente en  Venezuela (Lent y Wygodzinsky 1979, Soto- Vivas 2009, Soto-Vivas et al. 2011),  fue identificada por Pinto (1926), a partir de insectos recolectados por Enrique  Tejera y sus estadios ninfales fueron descritos por Aldana et al. (1996). Su  distribución geográfica en Venezuela, comprende los estados: Anzoátegui, Aragua,  Apure, Barinas, Carabobo, Cojedes, Guárico, Lara, Mérida, Miranda, Monagas,  Portuguesa, Táchira, Trujillo y Yaracuy (Otero et al. 1975, Lent y Wygodzinsky  1979, Ramírez-Pérez 1985, Galvão et al. 2003). Se ubica en diversas zonas  incluyendo el bosque muy seco tropical, bosque seco tropical, bosque espinoso  premontano y el bosque seco premontano (Ramírez-Pérez 1987). Ps. arthuri es una  especie de hábitos considerados generalmente estenofágicos, siendo asociada con  nidos de aves paseriformes: Phacellodomus rufifrons (Cucarachero Marrón),  Troglodytes (aedon) aedon (Cucarachero Jabado), Troglodytes (aedon) musculosus y  Campylorhynchus zonatus, junto con roedores, ofidios y anfibios (Pifano 1938,  Lent y Wygodzinsky 1979, Carcavallo et al. 1999). Ha sido encontrado  naturalmente infectado con T. cruzi (Pifano 1938, Sherlock et al. 1997), lo cual  indica que se alimenta de mamíferos u otros vertebrados, teniendo relativa  importancia epidemiológica en la transmisión zoonótica de la Tripanosomosis  Americana (Kierszembaum et al. 1976).</p>     <p ALIGN="justify">En esta investigación se comprobó, en comunidades rurales del  estado Anzoátegui, la presencía de Ps. arthuri en nidos de diferentes especies  de aves y su infección natural por T. cruzi; además de su simpatría con otros  triatominos (Rhodnius prolixus y Triatoma maculata).</p>     <p ALIGN="justify"><b>METODOLOGÍA</b></p>     <p ALIGN="justify"><b>Área de estudio</b></p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p ALIGN="justify">El estado Anzoátegui presenta altitudes de hasta 2.400 metros  sobre el nivel del mar; con predominio de elevaciones de 1.500 metros. Exhibe  relieves planos y ondulados con pendientes suaves mayores al 30%. Destacan dos  sistemas montañosos bien definidos: la Serranía del Interior y el Macizo del  Turimiquire, con relieve abrupto, fuertes pendientes y alturas superiores a los  2.000 metros. Existe variedad de paisajes que se observan desde la línea costera  Unare-Neverí, la costa de Puerto La Cruz, Sierra de Bergantín y las riberas del  río Orinoco. La fisonomía vegetal está estrechamente asociada a las unidades  fisiográficas y las condiciones climáticas. La vegetación xerófila se presenta  en todo el eje costero del estado, mientras que en las sabanas dominan las  gramíneas. Las riberas de los ríos y sus zonas próximas están cubiertas con  bosques semideciduos, morichales y bosques de galería. La variabilidad climática  de la región se debe a factores altitudinales, continentales y marítimos. Se  caracteriza por altas temperaturas durante todo el año. La temperatura media  anual es de 27°C y el periodo más caluroso va de marzo a mayo; la precipitación  promedio entre 700 y los 1.400 mm3 y el periodo de lluvia se extiende desde mayo  a octubre (Huber y Alarcón 1988).</p>     <p ALIGN="justify">Se estudiaron los caseríos: Bergantín, Carinagua, Los  Ranchos, El Hatico, Paraminal, vía Anzoátegui-Monagas, vía Anzoátegui-Caracas y  Hacienda La Veguita (municipio Bolívar), Guastrantal, San José de Las Margaritas  del Llano y Las Paraulatas de Las Margaritas del Llano (municipio Aragua),  Boquerón y Pequín (municipio Sotillo) y Sabana de Uchire (municipio San Juan de  Capistrano) (<a href="#fig1">Fig. 1</a>).</p>     <p ALIGN="center"><a name="fig1"> <img border="0" src="/img/fbpe/saber/v26n4/art08fig1.gif" width="481" height="406"></a></p>     
<p ALIGN="justify"><b>Captura de los insectos e identificación</b></p>     <p ALIGN="justify">Se realizaron 39 salidas de campo durante la época de sequia,  entre los meses de enero y abril de los años 2012, 2013 y 2014, donde los nidos  de varias especies de aves se encontraban abandonados (<a href="#fig2">Fig. 2a y  2b)</a>. Los nidos fueron derribados, sobre una lona blanca de 12 m x 6 m en el  suelo, usando un plomo de pesca atado a una cuerda de nylon (<a href="#fig2">Fig.  2c</a>). Luego se procedió a la búsqueda de todos los estadios evolutivos  (huevos, ninfas y adultos) de Ps. arthuri (<a href="#fig2">Fig. 2d-f</a>) y  otros triatominos. Fueron recolectados mediante procura manual y colocados en  envases de vidrio tapados con tela de tull. Los triatominos fueron trasladados  al Centro de Medicina Tropical de Oriente de la Escuela de Ciencias de la Salud  del Núcleo de Anzoátegui, Universidad de Oriente, donde se identificaron  taxonómicamente utilizando la clave de Lent y Wygodzinsky (1979). Ps. arthuri se  caracteriza por presentar cabeza y tórax altamente pulidos; cabeza no  estrangulada antes del cuello en el aspecto dorsal y lateral. En la cabeza  presenta, en la parte dorsal, una ancha faja amarilla longitudinal ocupando todo  el espacio interocular. Los pelos son largos en el ápice del segundo y en todo  el tercer segmento rostral. Los ángulos antero-laterales del pronoto están  dirigidos hacia adelante llegando a alcanzar el nivel de los ocelos (Lent y  Wygodzinsky 1979, Soto-Vivas 2009, Soto-Vivas et al. 2011).</p>     <p ALIGN="center"><a name="fig2"> <img border="0" src="/img/fbpe/saber/v26n4/art08fig2.gif" width="472" height="769"></a></p>     
<p ALIGN="justify"><b>Estudio de los triatominos y su infección natural por  Trypanosoma cruzi</b></p>     <p ALIGN="justify">Para la disección de los ejemplares, se empleó el protocolo  de Barretto (1964) y Deane et al. (1984). La determinación de infección natural  por T. cruzi en las heces se realizó a través de la disección completa del  intestino del triatomino, mezclando su contenido con solución salina al 0,85%  (m/v). Las muestras fueron observadas mediante examen directo al microscopio  óptico con aumento de 400x. Con las muestras positivas se hicieron frotis finos  y se colorearon con Giemsa para determinar las características fenotípicas del  parásito.</p>     <p ALIGN="justify"><b>Caracterización biológica de un aislado de Trypanosoma  cruzi obtenido de Psammolestes arthuri</b></p>     <p ALIGN="justify">De los Ps. arthuri capturados que mostraron infección natural  por T. cruzi, se tomó un aislado que se inoculó intraperitonealmente, a razón de  200 tripomastigotes metacíclicos por g de peso de ratón, en un lote de cinco  ratones machos NMRI de 12 g/peso promedio, para su caracterización biológica  (periodo prepatente, curva de parasitemia, mortalidad de los ratones y tropismo  tisular) según Jansen et al. (1997). Los ratones fueron examinados tres veces  por semana a partir del tercer día de inoculación hasta finalizar el experimento  con la muerte de los animales. Se examinaron frotis delgados teñidos con Giemsa  al microscopio (1.000x) para identificar los parásitos sanguícolas, con base en  los criterios de Hoare (1972) y Albuquerque y Barretto (1971).</p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p ALIGN="justify"><b>Periodo pre-patente</b></p>     <p ALIGN="justify">Esta fase se inició en los ratones hasta detectar la  presencia de flagelados en sangre. Se determinó mediante el examen microscópico  (400x) en fresco de muestras de sangre periféricas tomada de la vena de la cola  de los animales infectados</p>     <p ALIGN="justify"><b>Nivel de parasitemia</b></p>     <p ALIGN="justify">La cuantificación de los niveles de parasitemia se llevó a  cabo cada tres días a partir del inicio del periodo patente para obtener el  número promedio de tripomastigotas/mL de sangre (Brener 1962). La cuantificación  se realizó hasta la muerte de los animales.</p>     <p ALIGN="justify"><b>Mortalidad</b></p>     <p ALIGN="justify">La mortalidad provocada por el aislado, en los animales  experimentales, fue registrada diariamente.</p>     <p ALIGN="justify"><b>Tropismo</b></p>     <p ALIGN="justify">El parasitismo intracelular y el tropismo tisular causado en  los animales de experimentación se determinó durante el periodo de parasitemia  elevada. Para ello, un ratón del aislado de Ps. arthuri fue sacrificado  mendiante dislocación cervical, con el fin de extraer muestras de corazón,  músculo esquelético, duodeno, colon, vejiga, páncreas, pulmón, hígado, bazo,  tejido adiposo, médula ósea, cerebro, cerebelo, cartílago, hueso, glándula  suprarrenal y globo ocular. Las muestras fueron fijadas inmediatamente en formol  neutro amortiguado al 10% (v/v), embebidas en parafina, cortadas seriadamente (3  &#956; de espesor) y teñidas con hematoxilina-eosina.</p>     <p ALIGN="justify">Los cortes histológicos, de cada órgano, fueron examinados al  microscopio (1.000x) para determinar la presencia de amastigotas y formas  flageladas, aislados o formando pseudoquistes (nidos). Los parásitos encontrados  en los frotis realizados con heces de triatominos naturalmente infectados y con  sangre de los ratones experimentales, así como en las secciones de las vísceras  fueron fotografiados con cámara Nikon COOLPIX P510 de 16,1MP.</p>     <p ALIGN="justify"><b>Tipicación molecular del aislado de Trypanosoma cruzi  obtenido de Psammolestes arthuri</b></p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p ALIGN="justify">El aislado de Ps. arthuri fue tipificado molecularmente  utilzando la técnica RAPD según la metodología descrita por Carrasco et al.  (2012). Los parásitos fueron crecidos en medio RPMI suplementado (Carrasco et  al. 1996) y se recolectaron 2 x 107 formas epimastigotas en fase exponencial de  crecimiento mediante centrifugación a 3.000 g, por 6 minutos a 4°C. Luego se  procedió a la extracción y purificación del ADN utilizando el estuche comercial  Nucleon BACC 2, de Amersham, siguiendo las intrucciones del fabricante. Se  determinó la concentración y pureza del ADN mediante determinación de la  absorboncia a 260 y 280 nm, considerando como optima una relación 260/280 &#8805; 1,8  ± 0,2; y 1 unidad de densidad optica a 260 = 50 &#956;g de ADN/mL. El ADN del aislado  de T. cruzi fue analizado con la técnica RAPD. Para ello se utilizaron 5 ng de  ADN del parásito en una mezcla de reacción contentiva de los diferentes  componentes para una reacción de PCR utilizando el cebador A2, en un volumen  final de 20 &#956;L, siguendo las condiciones descritas por Carrasco et al. (1996).  El producto de amplificación fue analizado mediante electroforesis en agarosa al  2,5%, teñido con bromuro de etidio, visualizado en un transiluminador UV y  fotografiado con un sistema de fotodocumentación Kodak D120. Los perfiles de  bandas obtenidos con el aislado de T. cruzi de Ps. arthuri fueron comparados con  los perfiles de bandas generados por cepas de T. cruzi de referencia  internacional representativas de los genotipos I, III y IV.</p>     <p ALIGN="justify"><b>RESULTADOS</b></p>     <p ALIGN="justify"><b>Presencia de Psammolestes arthuri y otras especies de  triatominos en nidos de aves</b></p>     <p ALIGN="justify">Se examinaron 478 nidos de seis especies de aves: Cucarachero  Marrón (Phacellodomus rufifrons), Cucarachero Jabado (Troglodytes aedon),  Gonzalito (Icterus nigrogularis), Turpial (Icterus icterus), Arrendajo (Cacicus  cela) y Conoto (Psarocolius decumanus) en los cuales se capturaron 3.277  triatominos en diferentes estadios evolutivos (se excluyeron los huevos). El  mayor porcentaje de nidos con presencia de Ps. arthuri fue el de P. rufiforms  (Cucarachero Marrón) con 24,47% (117/478) y en segundo término el de T. aedon  (Cucarachero Jabado) con 18,41% (88/478) (<a href="#tab1">Tabla 1</a>).</p>     <p ALIGN="center"><a name="tab1"> <img border="0" src="/img/fbpe/saber/v26n4/art08tab1.gif" width="545" height="287"></a></p>     
<p ALIGN="justify">El porcentaje total de Ps. arthuri infectados naturalmente  con T. cruzi fue de 0,12% (4/3.246). Solo el estadio de adultos de Ps. arthuri  demostró infección natural (4/824; 0,49%). Los triatominos infectados se  encontraron solo en los nidos de P. rufifrons y de I. nigrogularis (<a href="#tab1">Tabla  1</a>).</p>     <p ALIGN="justify">En 2,09% (10/478) de los nidos examinados se encontró Ps.  arthuri en simpatría con T. maculata y R. prolixus. La mayor frecuencia se  observó en los nidos de P. rufifrons (4/117) y en segunda instancia en los de I.  nigrogularis (2/66). Se encontró infección natural por T. cruzi en 78,94%  (15/19) de los ejemplares de R. prolixus y 66,67% (8/12) de T. maculata (<a href="#tab1">Tabla  1</a>).</p>     <p ALIGN="justify">La mayor cantidad de triatominos de la especie Ps. arthuri se  capturó en Bergantín (348/3.246) y en San José de Las Margaritas del Llano  (346/3.246). De las comunidades estudiadas, la simpatría se encontró en 71,42%  (10/14) de las comunidades evaluadas (Bergantín, El Hatico, Carinagua, Paraminal,  vía Anzoátegui- Monagas, vía Anzoátegui-Caracas, San José de Las Margaritas del  Llano, Boquerón, Pequín y Sabana de Uchire). Los cuatro Ps. arthuri infectados  naturalmente por T. cruzi fueron recolectados en Bergantín, El Hatico, Paraminal  y Sabana de Uchire (<a href="#tab2">Tabla 2</a>).</p>     <p ALIGN="center"><a name="tab2"> <img border="0" src="/img/fbpe/saber/v26n4/art08tab2.gif" width="545" height="260"></a></p>     
<p ALIGN="justify"><b>Comportamiento biológico del aislado de Trypanosoma cruzi  obtenido de Psammolestes arthuri</b></p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p ALIGN="justify">La cinética de infección en modelo murino con un aislado de  T. cruzi de Ps. arthuri, reveló un periodo prepatente de 9 días, con parasitemia  de 2,4 x 10<sup>4</sup> y 100% de mortalidad de un lote de cinco ratones de la  cepa NMRI (<a href="#fig3">Fig. 3</a>).</p>     <p ALIGN="center"><a name="fig3"> <img border="0" src="/img/fbpe/saber/v26n4/art08fig3.gif" width="525" height="731"></a></p>     
<p ALIGN="justify">Se observó tropismo tisular en 71,43% (10/14) de los tejidos  estudiados en el ratón que cursó con máxima parasitemia. Los tejidos más  intensamente invadidos fueron muscular cardiaco, muscular esquelético y  páncreas; en segunda instancia glándula suprarrenal (<a href="#tab3">Tabla 3</a>  y <a href="#fig4">Fig. 4</a>).</p>     <p ALIGN="center"><a name="tab3"> <img border="0" src="/img/fbpe/saber/v26n4/art08tab3.gif" width="548" height="606"></a></p>     
<p ALIGN="center"><a name="fig4"> <img border="0" src="/img/fbpe/saber/v26n4/art08fig4.gif" width="553" height="598"></a></p>     
<p ALIGN="justify"><b>Genotipo del aislado de Trypanosoma cruzi obtenido de  Psammolestes arthuri</b></p>     <p ALIGN="justify">El aislado de T. cruzi obtenido de Ps. arthuri, en el ratón  con máxima parasitemia, generó un perfi l de bandas característico del genotipo  (o DTU) TcIII. Tal como se puede apreciar en la <a href="#fig5">Figura 5</a>, al  comparar el patrón de bandas generado por este aislado (carril 1), con el perfil  de bandas obtenido con las cepa de referencia para TcIII (carril 2), el cual es  procedente de un cachicamo o armadillo (Dasypus novemcinctus), se puede apreciar  un perfil de bandas muy similar entre ambas muestras. También se puede  visualizar la presencia de bandas marcadoras distintivas del genotipo TcIII de  aproximadamente 0,68; 1,3 y 1,9 kb (indicadas con flechas). De igual manera, en  la <a href="#fig5">Figura 5</a> se puede observar que el perfil de bandas  generado tanto por el aislado de Ps. arthuri como por la cepa de referencia para  TcIII, es diferente al generado por las cepas de referencia para TcIV y TcI  (carriles 3 y 4 respectivamente). Es importante destacar que el perfil de bandas  generado por el aislado de T. cruzi obtenido Ps. arthuri con el cebador A2, fue  reproducible a partir de dos aislamientos de ADN del mismo cultivo, así como en  diferentes reacciones de RAPD con este cebador. Así mismo hay que resaltar que  el genotipo TcIII del aislado de Ps. arthuri fue confirmado mediante la técnica  PCRRFLP según la metodología descrita por Carrasco et al. (2012) (resultados no  mostrados).</p>     <p ALIGN="center"><a name="fig5"> <img border="0" src="/img/fbpe/saber/v26n4/art08fig5.gif" width="364" height="498"></a></p>     
<p ALIGN="justify"><b>DISCUSIÓN</b></p>     <p ALIGN="justify">Datos recientes indicaron que el estado Anzoátegui cuenta con  todos los eslabones de la cadena epidemiológica de la enfermedad de Chagas,  donde el 70% de los vectores presentan infección natural por T. cruzi (Morocoima  et al. 2010), así como la presencia de mamíferos, tanto salvajes como  domésticos, considerados reservorios del parásito (Herrera 2010). Factores  bioecológicos y político-sociales así como la acción antrópica vienen incluyendo  al hombre en este ciclo, facilitando así el desarrollo del llamado ciclo  doméstico de este parásito, en el cual, el humano, así como varias especies de  animales domésticos, se comportan como reservorios (Feliciangeli et al. 2004).</p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p ALIGN="justify">En el continente americano existen 140 especies de vectores,  22 de las cuales se encuentran en Venezuela (Otero et al. 1975, Feliciangeli et  al. 2004). En el estado Anzoátegui se han identifi cado nueve especies de  triatominos: R. prolixus, Rhodnius pictipes, T. maculata, Triatoma rubrofasciata,  Panstrongylus geniculatus, P. rufotuberculatus, Eratyrus cuspidatus, E.  mucronatus y Ps. arthuri (Carcavallo et al. 1999, Morocoima 2002, Morocoima et  al. 2010).</p>     <p ALIGN="justify">La especie Ps. arthuri (sinónimo de Ps. salazari) sólo ha  sido encontrada en Venezuela (Cova-García y Suárez 1959, Lent y Jurberg 1965) y  en Colombia (Galvão et al. 2003). Ramírez-Pérez (1987) reporta su distribución  geográfica en Venezuela en los estados Anzoátegui, Aragua, Carabobo, Cojedes,  Guárico, Miranda, Portuguesa y Yaracuy. Cova-García y Suarez (1959) incluyeron  al estado Mérida. Otero et al. (1975) agregan Lara, Táchira y Apure. Carcavallo  et al. (1975) lo encuentran en Barinas y Monagas. Los hábitats en que esta  especie fue reportada incluyen nidos de aves, especialmente de Phascellodomus  rufi frons inornatus y también Troglodytes aedon albicans y Troglodytes musculus  ave. En esta investigación además de los nidos de las especies de aves  anteriormente mencionadas fue hallada infestación por Ps. arthuri en nidos de  Icterus icterus, Psarocolius decumanus, Cacicus cela e Icterus nigrogularis.</p>     <p ALIGN="justify">Carcavallo et al. (1975) describieron los estadios ninfales y  el huevo de Ps. arthuri, informando 533 especímenes en 25 nidos con un promedio  de 21,3 ejemplares por hábitat. De los nidos disecados por los autores, el 67,6%  presentó infestación para esta especie, pero con ausencia de infección natural  por T. cruzi. Morocoima (2002) en caseríos rurales de la parroquia El Carmen,  municipio Bolívar de la zona norte del estado Anzoátegui, reportó 66 ejemplares  de Ps. arthuri recolectados en dos nidos de Phascellodomus rufi frons inornatus  sin infección natural por T. cruzi. En contraste, en esta investigación, 0,84%  (4/478) de los nidos presentaron ejemplares de Ps. arthuri naturalmente  infectados con T. cruzi. Al respecto, otros autores como Pifano (1938, 1339) y  Sherlock et al. (1997) informaron sobre Ps. arthuri infectados naturalmente por  T. cruzi; lo que les indicó que se alimentaban de mamíferos u otros vertebrados.  Los datos obtenidos en este trabajo mostraron, que del total de 3.246 ejemplares  de Ps. arthuri examinados, que sólo cuatro triatominos (0,12%) estaban  infectados naturalmente por T. cruzi; por lo cual este porcentaje posiblemente  se debe a que los nidos representan un ecosistema donde cohabitan muchos  artrópodos depredadores y vertebrados que pueden ejercer control sobre los  triatominos. En muchos nidos no se localizó la presencia de huevos, ni de ninfas  de 1, 2 o 3er estadio; solamente ninfas de 4 y 5 estadio y adultos, los cuales  probablemente tengan mayor capacidad para desplazarse y defenderse de posibles  depredadores como los escorpiones (Morocoima et al. 2011). Similarmente no se  observaron los huevos de Ps. arthuri parasitados por otros artrópodos (Feliciangeli  et al. 1978).</p>     <p ALIGN="justify">Existen aves como el Turpial (Icterus icterus), que ocupan  los nidos del Cucarachero Marrón (Phacellodomus rufifrons). Alguna de estas  aves, pueden transportar debajo de sus alas a los triatominos, entre ellos Ps.  arthuri infectados con T. cruzi. Así mismo, en muchas especies de árboles se  encontraron nidos de aves con presencia en su interior de ratas, ratones,  ardillas, entre otros vertebrados. Algunos nidos se encontraban en árboles cuya  base era hueca con la presencia del Oso Melero (Tamandua tetradactyla); otros  ubicados en las cercanías de madrigueras donde habitaban Armadillo (Dasypus  novencinctus), Lapa (Cuniculis paca) u Oso Melero; por lo tanto no se descarta  que estos mamíferos pudieran jugar un rol como fuente de alimento para algunos  de los Ps. arthuri encontrados en este trabajo. Con relación a los otros  triatominos localizados en simpatría con Ps. arthuri, todos eran adultos en su  mayoría infectados por T. cruzi; cuya fuente de infección estaría asociada a la  presencia de roedores infectados en los nidos, y/o a los otros mamíferos ya  mencionados que pudieron actuar como fuente alternativa de sangre para el  mantenimiento de los triatominos que cohabitan en un mismo nido de ave. Barreto  et al. (1984) en El Porvenir, localidad de los Llanos Orientales de Colombia  encontró en nidos de Phacellodomus rufifrons, huevos, ninfas y adultos de ambos  sexos de Ps. arthuri.</p>     <p ALIGN="justify">Rosa et al. (1997), en el departamento de Artigas- Uruguay,  estudiaron 45 nidos de aves de la especie Anumbius annumbis annumbis (Pájaro  Espinero). Del total de nidos examinados, ocho fueron positivos para la  presencia de Triatoma platensis (en ausencia de otros triatominos como Triatoma  sordida, Ps. coreodes que comparten distribución geográfica y ecotopo). Ninguno  de los ejemplares recolectados presentó infección natural por T. cruzi. Los  datos de ese estudio contrastan con los resultados de esta investigación, ya que  de los 478 nidos, correspondientes a seis especies de aves (Phacellodomus  rufifrons, Troglodytes aedon, Icterus icterus, Icterus nigrogularis, Cacicus  cela y Psarocolius decumanus), algunos ejemplares de Ps. arthuri fueron  positivos a T. cruzi y se halló cohabitando en simpatría con T. maculata y R.  prolixus.</p>     <p ALIGN="justify">Damborski et al. (2001) en cuatro departamentos de Argentina,  recolectaron 571 triatominos de las especies T. platensis (60,5%) y Ps. coreodes  (39,5%, sin infección natural por T. cruzi) en ecotopos silvestres. Almeida et  al. (2009), en Brasil, capturaron 26 ejemplares de Ps. tertius en nidos de  Phacellodomus ruber en el municipio de Porto Rico y Ps. coreodes en hábitats  silvestres asociados a nidos de Phacellodomus rufifrons, Phacellodomus  sibilatrix, Psedoseisura lophotes, Myopsytta monacha todos sin infección natural  por T. cruzi. Además los mismos investigadores indicaron que Ps. arthuri  solamente se encuentra distribuido en el territorio venezolano. Mientras Cabrera  (2006), en Brasil, señaló a la palmera de la especie Mauritia flexuosa como  ecotopo de importancia para el hábitat de Ps. tertius, encontrando este  triatomino infectado naturalmente por T. cruzi. En el presente trabajo Ps.  arthuri (perteneciente al mismo género de Ps. coreodes y Ps. tertius) se  localizó con alta frecuencia (99,1%) en los nidos de aves construidos en árboles  ubicados en el peridomicilio y en áreas selváticas aledañas a las comunidades  estudiadas.</p>     <p ALIGN="justify">Uno de los cuatros aislados de T. cruzi, obtenidos de Ps.  arthuri, fue seleccionado para el estudio de su comportamiento biológico. Para  ello, se utilizó el que mostró máxima parasitemia en el modelo murino de la cepa  NMRI. Este aislado reveló marcada tendencia a ubicarse preferencialmente en  microhábitats tisulares de miocitos de musculatura cardíaca, estriada y lisa  además de otros tejidos como sistema nervioso central, tejido glandular  pancreático y la esclerótica que es una de la capas que conforman el globo  ocular, reportada su invasión por T. cruzi por primera vez en Venezuela. En el  país existen escasas investigaciones sobre los últimos tejidos mencionados. La  invasión provocada por el aislado obtenido de Ps. arthuri se puede considerar  que fue severa, ya que de los 14 tejidos analizados, 10 demostraron la presencia  de nidos con diferentes fases del parásito.</p>     <p ALIGN="justify">Morocoima et al. (2008), obtuvieron un aislado de T. cruzi de  un paciente preescolar de 6 años en el estado Anzoátegui. Este aislado fue  estudiado en un modelo murino, encontrando la presencia de nidos de T. cruzi en  11 tejidos examinados incluyendo al tejido renal y con mortalidad del 100% del  lote de ratones experimentales. Los aislados del estado Anzoátegui según otros  estudios son de alta patogenicidad, ya que son capaces de provocar  paninfectividad en la fase aguda de ratones experimentales.</p>     <p ALIGN="justify">El estudio de histotropismo en modelo murino ayuda a entender  la patogenia de la enfermedad de Chagas (Morocoima et al. 2006). Los hallazgos  histotrópicos aquí presentados para el aislado de T. cruzi obtenido de Ps.  arthuri es similar a trabajos previamente publicados (Camargos et al. 2000,  Morocoima et al. 2008), en donde se demostró que los aislados evaluados eran  esencialmente cardiotrópicos.</p>     <p ALIGN="justify">El aislado de T. cruzi obtenido de un ejemplar adulto de Ps.  arthuri resultó perteneciente al genotipo TcIII. Este genotipo es el tercero  reportado en Venezuela, el cual hasta la fecha no ha sido confirmado en  pacientes venezolanos con enfermedad de Chagas. Este genotipo solo ha sido  encontrado en Cachicamos y en Panstrongylus geniculatus (Carrasco et al. 2012).  El genotipo TcIII no había sido encontrado en triatominos del estado Anzoátegui;  siendo esta la primera vez que se obtiene de Ps. arthuri. Estudios previos han  mostrado que los especímenes adultos de R. prolixus y T. maculata hallados en  simpatria con Ps. arthuri en nidos de aves, se encontraban infectados con T.  cruzi perteneciente al genotipo TcI. Nuestros resultados muestran que Ps.  arthuri aparentemente presenta una preferencia de fuente de alimentación  distinta a la de R. prolixus y T. maculata, siendo la especie de mamífero  involucrada, posiblemente de habitad terrestre. Ps. arthuri pudiera ingresar a  las madrigueras de cachicamos en busca de alimento donde esta especie de  mamífero está asociada con el ciclo natural de transmisión de TcIII (Carrasco et  al. 2012, 2013).</p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p ALIGN="justify">Aun cuando se encontró un porcentaje muy bajo de Ps. arthuri  naturalmente infectados con T. cruzi, este hecho demuestra que esta especie, a  demás de su preferencia por aves, también puede alimentarse de sangre de  mamíferos infectados, lo cual no escapa de ser un riesgo para los pobladores de  diferentes comunidades estudiadas, por la existencia de nidos de aves en árboles  aledaños a sus viviendas. Esto tiene particular relevancia cuando las aves  abandonan los nidos obligando a los triatominos a desplazarse en busca de nuevas  fuentes de alimento contribuyendo con el mantenimiento de la zoonosis de la  enfermedad de Chagas.</p>     <p ALIGN="justify"><b>DEDICATORIA</b></p>     <p ALIGN="justify">Dedicado al Profesor Servio Urdaneta-Morales por sus aportes  a la parasitología y epidemiología del Trypanosoma cruzi y de la Tripanosomosis  Americana (Enfermedad de Chagas).</p>     <p ALIGN="justify"><b>AGRADECIMIENTO</b></p>     <p ALIGN="justify">Los estudios moleculares fueron financiados a través del  proyecto PEI-2012001250.</p>     <p ALIGN="justify"><b>REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS</b></p>     <!-- ref --><p ALIGN="justify">1. Abad-Franch F, Monteiro F. 2007. Biogeography and  evolution of Amazonian triatomines (Heteroptera: Reduviidae): implications for  Chagas disease surveillance in humid forest ecoregions. Mem. Inst. Oswaldo Cruz.  102(Suppl 1):57-70.&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=3244709&pid=S1315-0162201400040000800001&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><p ALIGN="justify">2. Abad-Franch F, Monteiro F, Jaramillo N, Gurgel- Gonçalves R,  Dias F, Diotaiuti L. 2009. Ecology, evolution, and the long-term surveillance of  vector-borne Chagas disease: a multi-scale appraisal of the tribe Rhodniini (Triatominae).  Acta Trop. 110(2-3):159-177.</p>     <p ALIGN="justify">3. Albuquerque R, Barretto M. 1971. Estudo sobre  reservatorios e vetores silvestres do Trypanosoma cruzi. XLVIII. Infeccão  natural do marsupial Philander opossum quica pelo Tripanosoma cruzi. Rev. Bras.  Biol. 31(3):371-376.</p>     <p ALIGN="justify">4. Aché A. 1993. Programa de control de la enfermedad de  Chagas en Venezuela. Bol. Dir. Malariol. San. Amb. 33:11-17.</p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p ALIGN="justify">5. Aldana E, Lizano E, Ramon, F, Valderrama A. 1996. Nueva especie de Psammolestes bergroth de la  región Sur Occidental de Venezuela (Hemiptera: Reduviidae: Triatominae).  Caribbean J. Sci. 32(2):145-149.</p>     <p ALIGN="justify">6. Almeida P, Gonçalves S, Amaral G, Donizethe L,  Genro R, Medina C, Takashi W, Soares J . 2009. Ocorrência de Psammolestes  coreodes Bergroth, 1911 (Hemiptera: Reduviidae: Triatominae) no Estado de Mato  Grosso do Sul. Rev. Soc. Bras. Med. Trop. 42(5):603-604.</p>     <p ALIGN="justify">7. Barretto M. 1964.  Reservorio do Trypanosoma cruzi nas Américas. Rev. Brasil. Malariol. D. Trop.  16:27 Barretto M. 1979. Epidemiología. En: Trypanosoma cruzi e doença de Chagas.  Brener Z, Andrade Z. (Eds.). Guanabara, Brasil, pp. 89-151.</p>     <p ALIGN="justify">8. Barreto M, Barreto P, D’Alessandro A. 1984. Psammolestes  arthuri (Hemiptera: Reduviidae) and its parasite Telenomus capito (Hymenoptera:  Scelionidae) in Colombia. J. Med. Entomol. 21(6):703-705.</p>     <p ALIGN="justify">9. Brener Z. 1962.Therapeutic  activity and criterion of cure on mice experimentally infected with Trypanosoma  cruzi. Rev. Inst. Med. Trop. São Paulo. 4(6):389- 396.</p>     <p ALIGN="justify">10. Cabrera R. 2006. Notas  breves sobre Psammolestes tertius, Bergroth, 1911 (Reduviidae: Hemiptera): un  triatomino silvestre. An. Fac. Med. 67(4):345-346.</p>     <p ALIGN="justify">11. Camargos E, Franco D, Garcia  C, Dutra A, Teixeira A, Chiari E, Mac hado C. 2000. Infection with different  Trypanosoma cruzi populations in rats: myocarditis, cardiac sympathetic  denervation, and involvement of digestive organs. Am. J. Trop. Med. Hyg.  62(5):604-612.</p>     <p ALIGN="justify">12. Carca vallo R, Otero R, Ortega R, Tonn R. 1975. Notas sobre la  biología, ecología e distribución geográfica de Psammolestes arthuri (Pinto,  1926) (Hemiptera, Reduviidae). Descripción de los estadios preimaginales. Bol.  Dir. Malariol. San. Amb. 15(5):231-239.</p>     <p ALIGN="justify">13. Carca vallo R, Curto de Casas S,  Sherlock I, Galíndez- Girón I, Jurberg J, Galvao C, Mena-Segura C, Noireau F.  1999. Geographic distribution and altitudinal dispersion. In: Carca vallo RU,  Galindez Giron J, Juberg J, Lent H. (Eds). Atlas of Chagas Disease Vectors in  the Americas, Fiocruz, Rio de Janeiro, Brasil, Vol. III, pp. 747-792</p>     <p ALIGN="justify">14. Carrasco  H., Frame IA, Valente SA, Miles M. 1996. Genetic exchange as possible source of  genomic diversity in sylvatic populations of Trypanosoma cruzi. Am. J. Trop. Med.  Hyg. 54(4):418-424.</p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p ALIGN="justify">15. Carrasco HJ, Segovia M, Llewellyn M, Morocoima A,  Urdaneta-Morales S, Martínez, C, Martínez E, Garcia C, Rodríguez M, Espinosa R,  de Noya B, Díaz-Bello Z, Herrera L, Yeo S, Miles M, Feliciangeli M. 2012.  Geographical Distribution of Trypanosoma cruzi Genotypes in Venezuela. PLoS Negl.  Trop. Dis. 6(6): e1707. doi:10.1371/journal. pntd.0001707.</p>     <p ALIGN="justify">16. Carrasco HJ, Nessi AJ, Londono JC, Rodriguez AE, Moleiro F,  Mendoza I. 2013. Molecular epidemiology of Chagas disease in Venezuela. SOJ  Microbiol. Infect. Dis. 1(1):6. dx.doi.org/10.15226/ sojmid.2013.00101.</p>     <p ALIGN="justify">17. Costa J, Freitas-Sibaj ev M, Marchon-Silva V, Quinhones M,  Pac heco, R. 1997. Isoenzymes detect variation in populations of Triatoma  brasiliensis (Hemiptera: Reduviidae: Triatominae). Mem. Inst. Oswaldo Cruz.  92(4):459-464.</p>     <p ALIGN="justify">18. Cova-García P, Suárez M. 1959. Estudio de los triatominos en  Venezuela. Publicación &#8470;11 División de Malariología, Tipografía Vargas, Caracas,  Venezuela, pp. 207.</p>     <p ALIGN="justify">19. Cazorla D. 2007. Triatominae de Venezuela: distribución  geográfica, aspectos taxonómicos, biológicos e importancia médica. Disponible en  línea en: <a href="http://www.tauniversity.org/tesis/Tesis_Dalmiro_Cazorla_2.doc"> www.tauniversity.org/tesis/Tesis_Dalmiro_Cazorla_2.doc</a> (Acceso: 04.03.2014).</p>     <p ALIGN="justify">20. Damborski M, Bar M, Oscherov E. 2001. Detección de  triatominos (Hemiptera: Reduviidae) en ambientes domésticos y extradomésticos.  Corrientes, Argentina. Cad. Saúde Pública. 17(4):843-849.</p>     <p ALIGN="justify">21. Deane M, Jansen A, Mangia R, Goncalvez A, Morel C. 1984. Are  our laboratory “strains” representative samples of Trypanosoma cruzi populations  that circulate in nature? Mem. Inst. Oswaldo Cruz. 79(Suppl):19-24.</p>     <p ALIGN="justify">22. Dos Santos S, Lopes C, Duja rdin J. 2007. Evolutionary  relationships based on genetic and phenetic characters between Triatoma maculata,  Triatoma pseudomaculata and morphologically related species (Reduviidae:  Triatominae). Infect. Genet. Evol. 7(4):469-475.</p>     <p ALIGN="justify">23. Feliciangeli M, Fernández E, Tonn R. 1978. A  microhymenopteran parasite of eggs of Psammolestes arthuri (Hemiptera:  Reduviidae) and observations of experimental parasitism of eggs of Rhodnius  prolixus (Hemiptera: Reduviidae). J. Med. Entomol. 14(5):593-594.</p>     <p ALIGN="justify">24. Feliciangeli M, Carrasco H, Patterson J, Suarez B, Martínez  C, Medina M. 2004. Mixed domestic infestation by Rhodnius prolixus Stal, 1859  and Panstrongylus geniculatus Latreille, 1811, vector incrimination, and  seroprevalence for Trypanosoma cruzi among inhabitants in El Guamito, Lara  State, Venezuela. Am. J. Trop. Med. Hyg. 71(4):501-505.</p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p ALIGN="justify">25. Galvão C, Carca vallo R, Rocha, Jurberg J. 2003. A checklist  of the current valid species of the subfamily Triatominae Jeannel, 1919 (Hemiptera,  Reduviidae) and their geographical distribution, with nomenclatural and  taxonomic notes. Zootaxa. 202:1-36.</p>     <p ALIGN="justify">26. Gurgel-Gonçalves R, Bandeira R. 2009. Analysis of the  geographical distribution of Psammolestes Bergroth (Hemiptera: Hereroptera:  Reduvidae: Triatominae) in South America, with new records of Psammolestes  tertius Lent &amp; Jurberg. Zootaxa. 2033:41-48.</p>     <p ALIGN="justify">27. Herrera L. 2010. Una revisión sobre reservorios de  Trypanosoma (Schizotrypanum) cruzi (Chagas, 1909), agente etiológico de la  Enfermedad de Chagas. Bol. Mal. Salud Amb. 50(1):3-15.</p>     <p ALIGN="justify">28. Hoare C. 1972. The trypanosomes of mammals, a zoological  monograph. Blackwell Scientific Publications, Oxford, UK, pp. 749.</p>     <p ALIGN="justify">29. Huber O, Alarcón C. 1988. Mapa de vegetación de Venezuela.  Caracas: MARNR (Ministerio del Ambiente y de los Recursos Naturales Renovables).  Dirección de Cartografía Nacional. Escala 1:2.000.000, 95x70,5 cm.</p>     <p ALIGN="justify">30. Jansen A, Madeira F, Carreira J, Medina E, Deane M. 1997.  Trypanosoma cruzi in the opossum Didelphys marsupialis: a study of the  correlations and kinetics of the systemic and scent gland infection in naturally  and experimentally infected animals. Exp. Parasitol. 86(1):37-44.</p>     <p ALIGN="justify">31. Kierszembaum F, Ivanyi J, Budzco D. 1976. Mechanisms of  natural resitance to trypanosomal infection. Role of complement in avian  resitance to T. cruzi infection. Immunology. 30(1):1-6.</p>     <p ALIGN="justify">32. Lent H, Jurberg J. 1965. O gênero Psammolestes Bergroth,  1911, com um estudo sôbre a genitália das espécies (Hemiptera, Reduviidae,  Triatominae). Rev. Bras. Biol. 25:349-376.</p>     <p ALIGN="justify">33. Lent H, Wygodzinsky P. 1979. Revision of the triatominae (Hemiptera,  Reduviidae), and their significance as vector of Chagas disease. Bull. Am. Mus.  Nat. Hist. 163:123-520.</p>     <p ALIGN="justify">34. Morocoima A. 2002. Caracterización parasitológica y molecular  de aislados de Trypanosoma cruzi obtenidos del estado Anzoátegui. Caracas:  Universidad Central de Venezuela, Facultad de Medicina, Instituto de Medicina  Tropical [Disertación Maestría en Parasitología], pp. 109. </p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p ALIGN="justify">35. Morocoima A, Rodríguez M, Herrera L, Urdaneta- Morales S.  2006. Trypanosoma cruzi: Experimental parasitism of bone and cartilage.  Parasitol. Res. 99(6):663-668.</p>     <p ALIGN="justify">36. Morocoima A, Tineo E, Herrera L, Ferrer E y Nuñez M. 2008.  Enfermedad de Chagas en el estado Anzoátegui, Venezuela: Registro de un caso  agudo y caracterización parasitológica y molecular del aislado. Bol. Malariol.  Sal. Amb. 48(2):121-126.</p>     <p ALIGN="justify">37. Morocoima A, Chique J, Herrera L, Urdaneta-Morales S. 2010.  Eratyrus mucronatus (Stal, 1859) (Hemiptera, Reduviidae, Triatominae): primer  registro para el estado Anzoátegui (Venezuela). Bol. Mal. Salud Amb.  50(2):307-310.</p>     <p ALIGN="justify">38. Morocoima A, De Sousa L, Herrera L, Roja s L, Villalobos M,  Chique J, Barroyeta R, Bónoli S. 2011. Simpatría de triatominos (Reduviidae) y  escorpiones (Buthidae) en Coco nucifera y Acrocomia aculeata (Aracaceae) de  Anzoátegui, Venezuela. Bol. Mal. Salud Amb. 51(2):187-198.</p>     <p ALIGN="justify">39. Otero M, Jiménez J, Carcavallo R, Ortega R, Tonn R. 1975.  Actualización de la distribución geográfica de Triatominae (Hemiptera,  Reduviidae) en Venezuela. Bol. Dir. Mal. San. Amb. 15(5):217-230.</p>     <p ALIGN="justify">40. Pifano C. 1938. Anotaciones acerca de Psammolestes arthuri  Pinto, 1926 (Hemiptera, Heteroptera: Triatominae), reduvideo hematófago  encontrado en nidos de cucarachero de monte (probablemente Dendrocolaptidae) en  un sector del valle del Yaracuy. Su importancia como posible vector en la  naturaleza del Schizotripanum cruzi Chagas, 1909. Gac. Méd. Caracas.  45(16):241-245.</p>     <p ALIGN="justify">41. Pifano F. 1939: Nota sobre la infestación experimental y en  la naturaleza del Psammolestes arthuri (Pinto 1926) por el Schizotrypanum cruzi  Chagas, 1909. Gac. Med. Caracas. 47(22):433-435.</p>     <p ALIGN="justify">42. Pinto C. 1926. Triatomideos da Venezuela, com a descripção de  uma nova espécie do gênero Eutriatoma. Ann. Fac. Med. São Paulo. 1:85-87.</p>     <p ALIGN="justify">43. Ramírez-Pérez J. 1985. Chipos de Venezuela. Publicación de la  Dirección de Malariología y Saneamiento Ambiental, Ministerio de Sanidad y  Asistencia Social, Maracay, Venezuela, pp. 108.</p>     <p ALIGN="justify">44. Ramírez-Perez J. 1987. Revisión de los triatominos (Hemiptera,  Reduviidae) en Venezuela. Bol. Dir. Mal. San. Amb. 27:118-146.</p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p ALIGN="justify">45. Rosa R, Basmadjián Y, Gonzalez M, Salvatella R. 1997.  Triatoma platensis Neiva, 1913 (Hemiptera, Triatominae) en el departamento de  Artigas y su perfil alimentario Rev. Med. Uruguay. 13(3): 207-212.</p>     <p ALIGN="justify">46. Schachter-Broide J, Dujardin J, Kitron U, Gürtler R. 2004.  Spatial structuring of Triatoma infestans (Hemiptera, Reduviidae) populations  from Northwestern Argentina using wing geometric morphometry. J. Med. Entomol.  41(4):643-649.</p>     <p ALIGN="justify">47. Sherlock I, Carca vallo R, Galíndez I. 1997. List of natural  and experimental flagellate infections in several triatominae species. In: Carca  vallo R, Galíndez I, Jurberg J, Lent H. (Eds.). Atlas of Chagas´ Disease Vectors  in the Americas. Vol. II. Editora Fiocruz, Rio Janeiro, Brasil, pp. 289-297.  Soto-Vivas A. 2009. Clave pictórica triatminos (Hemiptera: Triatominae) de  Venezuela. Bol. Mal. Salud Amb. 49(2):259-274.</p>     <p ALIGN="justify">48. Soto-Vivas A, Liria J, De Luna E. 2011. Morfometría  geométrica y filogenia en Rhodniini (Hemiptera, Reduviidae) de Venezuela. Acta  Zool. Mex. (n.s.). 27(1):87-102. </p>     <p ALIGN="justify">49. Watkins R. 1966. Comparison of infection produced by two  strains of Trypanosoma cruzi in mice. J. Parasitol. 52:958-961.</p> </font>       ]]></body>
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<article-title xml:lang="en"><![CDATA[Biogeography and evolution of Amazonian triatomines (Heteroptera: Reduviidae): implications for Chagas disease surveillance in humid forest ecoregions]]></article-title>
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<page-range>57-70</page-range></nlm-citation>
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