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<article-title xml:lang="es"><![CDATA[Actividad antifúngica del aceite esencial de naranja (Citrus sinensis L.) sobre hongos postcosecha en frutos de lechosa (Carica papaya L.)]]></article-title>
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<abstract abstract-type="short" xml:lang="en"><p><![CDATA[Post-harvest fungi produce rotting that affects the quality of papaya fruits (Carica papaya L.) At present, essential oils are considered an alternative to chemical anti-fungal substances for controlling these fungi. In this study we evaluated the antifungal activity of essential orange oil (Citrus sinensis L.) over Colletotrichum gloeosporioides, Penicillum indicum, Fusarium solani, Rhizopus stolonifer and Aspergillus flavus, in Potato Dextrose Agar (PDA) culture medium in a completely random design. The results showed that there is an inhibitory effect of essential orange oil (EOO) over the in vitro mycelium growth of fungi, higher than 80% at a 1% EOO concentration and 100% inhibition at 2.5% and 5% EOO concentrations (p<0.05). When used as covering over the fruits at 2.5% and 5% concentrations, it decreased the presence of lesions without significant differences (p<0.05), with similar effectiveness in vitro and in vivo. EOO can be a feasible alternative for the natural and effective control of post-harvest fungi, which cause great losses in exportation and consumption fruits.]]></p></abstract>
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</front><body><![CDATA[   <font FACE="Verdana">     <p ALIGN="center"><b>Actividad antifúngica del aceite esencial de naranja (<i>Citrus  sinensis </i>L.) sobre hongos postcosecha en frutos de lechosa (<i>Carica papaya </i>L.)</b></p> </font><font FACE="Verdana" SIZE="2">     <p ALIGN="center"><b>Clemencia Guédez<sup>a</sup>,*, Luis Cañizalez<sup>a</sup>, Laura  Avendaño<sup>b</sup>, José Scorza<sup>b</sup>, Carmen Castillo<sup>a</sup>,  Rafael Olivar<sup>c</sup>, Yolanda Méndez<sup>d</sup>, Libert Sánchez<sup>a</sup></b></p>     <p ALIGN="justify">a Laboratorio de Fitopatología y Control Biológico “Dr.  Carlos Díaz Polanco”, Mérida, Venezuela.</p>     <p ALIGN="justify">b Laboratorio de Síntesis y Extracción de Principios Activos  (LABSEPA), Núcleo “Rafael Rangel” (NURR), Universidad de Los Andes (ULA).  Mérida, Venezuela.</p>     <p ALIGN="justify">c Escuela Técnica Agropecuaria Robinsoniana “Adolfo Navas  Coronado”, Ministerio del Poder Popular para la Educación. Estado Trujillo,  Venezuela.</p>     <p ALIGN="justify">d Laboratorio de Lutzomía, NURR-ULA. Mérida, Venezuela.</p>     <p ALIGN="justify">* Correspondencia:E-mail</font><font FACE="TimesNewRomanPS-ItalicMT" SIZE="1"><font FACE="Verdana" SIZE="2">: <a href="mailto:clemencia.guedez@gmail.com">clemencia.guedez@gmail.com</a></font></font></p> <font FACE="TimesNewRomanPS-ItalicMT" SIZE="1"><i></i></font><b> <font FACE="Verdana" SIZE="2">     <p ALIGN="justify">Resumen: </font></b><font FACE="Verdana" SIZE="2">Los hongos  postcosecha causan pudriciones que afectan la calidad de los frutos de lechosa (Carica  papaya L.). Actualmente los aceites esenciales son considerados una alternativa  a los fungicidas químicos para controlar estos hongos. En este estudio se evaluó  la actividad antifúngica del aceite esencial de naranja (Citrus sinensis L.)  sobre los hongos Colletotrichum gloeosporioides, Penicillium indicum, Fusarium  solani, Rhizopus stolonifer y Aspergillus flavus, en medio de cultivo Papa  Dextrosa Agar (PDA) en un diseño completamente al azar. Los resultados mostraron  que existe un efecto inhibidor del aceite esencial de naranja (AEN) en el  crecimiento micelial de los hongos in vitro, superior al 80% a concentración de  AE de 1%, y 100% de inhibición a concentraciones de 2,5% y 5% de AE (p&lt;0,05). Al  ser utilizado como recubrimiento de los frutos, a concentraciones de 2,5% y 5%,  disminuye la presencia de lesiones en los mismos, sin </font> <font FACE="Verdana" LANG="JA" SIZE="2">diferencias significativas (p&lt;0,05), con  igual comportamiento en efectividad </font><font FACE="Verdana" SIZE="2">in  vitro e in vivo. El AEN puede ser una alternativa factible, </font> <font FACE="Verdana" LANG="JA" SIZE="2">para el control natural y eficaz de  hongos postcosecha, causantes de grandes pérdidas en frutas para exportación y  consumo.</p> </font><b><font FACE="Verdana" SIZE="2">     <p ALIGN="justify">Palabras clave: </font></b><font FACE="Verdana" SIZE="2"> aceite esencial de naranja, recubrimientos, fungicida natural, postcosecha,  Carica papaya.</p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p ALIGN="center"><b>Anti-fungal activity of essential orange oil (Citrus  sinensis L.) over post-harvest fungi in papaya fruits (Carica papaya L.)</b></p> </font><b><font FACE="Verdana" SIZE="2">     <p ALIGN="justify">Abstract: </font></b><font FACE="Verdana" SIZE="2">Post-harvest  fungi produce rotting that affects the quality of papaya fruits (Carica papaya  L.) At present, essential oils are considered an alternative to chemical anti-fungal  substances for controlling these fungi. In this study we evaluated the  antifungal activity of essential orange oil (Citrus sinensis L.) over  Colletotrichum gloeosporioides, Penicillum indicum, Fusarium solani, Rhizopus  stolonifer and Aspergillus flavus, in Potato Dextrose Agar (PDA) culture medium  in a completely random design. The results showed that there is an inhibitory  effect of essential orange oil (EOO) over the in vitro mycelium growth of fungi,  higher than 80% at a 1% EOO concentration and 100% inhibition at 2.5% and 5% EOO  concentrations (p&lt;0.05). When used as covering over the fruits at 2.5% and 5%  concentrations, </font><font FACE="Verdana" LANG="JA" SIZE="2">it decreased the  presence of lesions without significant differences (p&lt;0.05), with similar  effectiveness </font><font FACE="Verdana" SIZE="2">in vitro and in vivo. EOO can  be a feasible alternative for the natural and effective control of post-harvest  fungi, which cause great losses in exportation and consumption fruits.</p> </font><b><font FACE="Verdana" SIZE="2">     <p align="justify">Keywords: </font></b><font FACE="Verdana" SIZE="2">essential  orange oil, covering, natural fungicide, post-harvest, Carica papaya.</p>     <p align="justify">Recibido 29 de abril de 2014; aceptado 20 de octubre de 2014</p>     <p align="justify"><b>Introducción</b></p>     <p align="justify">La lechosa (Carica papaya L.) es una fruta climatérica, muy  perecedera y rica en vitaminas A, C, polifenoles y antioxidantes [1]; la  maduración ocurre inmediatamente después de la cosecha y su conservación debe  ser por periodos máximos de 2 a 4 semanas a temperaturas de 8 y 10 ºC, o de 5 a  7 días si la temperatura es de 22 ºC; durante este tiempo es susceptible al  ataque de microorganismos patógenos, que causan grandes pérdidas en postcosecha  [2].</p>     <p align="justify">Los hongos son los patógenos más importantes en las  pudriciones postcosecha de frutas y hortalizas durante el transporte, el  almacenamiento y la comercialización [3].</p>     <p align="justify">Estas pudriciones causadas en postcosecha reducen la vida  útil y afectan negativamente el valor comercial de las frutas [4]. Además de las  pérdidas económicas que causan los hongos, éstos son capaces de producir  micotoxinas y metabolitos secundarios que tienen efectos adversos en humanos y  animales [5,6].</p>     <p align="justify">Las pérdidas postcosecha de frutas y hortalizas causadas por  microorganismos están por el orden de 5-25% en países desarrollados y en un 40%  en países en desarrollo, siendo los hongos Colletotrichum sp., Rhizopus  stolonifer, Botrytis cinerea, Penicillium italicum y P. digitatum los causantes  de enfermedades postcosecha más comunes en frutas y hortalizas [3,4,7]. En C.  papaya, el hongo más importante en postcosecha es el C. gloeosporioides, cuya  infección comienza en el campo y permanece en reposo o latente hasta la fase  climatérica o maduración [10]; los hongos como Fusarium solani y Penicillium sp.  causan daño al fruto a través del pedúnculo e invaden la parte interna del  fruto, destruyendo la semilla y tejido circundante [8].</p>     <p align="justify">El control de las enfermedades causadas por hongos  postcosecha se ha basado principalmente en el uso de fungicidas sintéticos, con  efectos nocivos para seres humanos y ambiente; debido a esto, se ha propuesto la  utilización de otras alternativas solas o combinadas: aplicación de  irradiaciones y el uso de antagonistas y compuestos naturales como los extractos  y aceites esenciales, que han venido mostrando resultados prometedores. Al  respecto, Barrera y García [9], sostienen que existe la necesidad de reducir el  uso de químicos sintéticos en la agricultura e incrementar el uso de  alternativas naturales, entre ellas la utilización de aceites esenciales para el  control de fitopatógenos.</p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p align="justify">Basados en los efectos nocivos de los plaguicidas, y en vías  de concretar la seguridad agroalimentaria, la tendencia actual es la formulación  y utilización de compuestos naturales que actúen como antimicrobianos y/o  antioxidantes, capaces de reducir el deterioro de las frutas y hortalizas,  aumentando su vida útil; estos compuestos pueden ser aromáticos volátiles, ácido  acético jasmónico, glucosinolatos, aceites esenciales y extractos de plantas,  porque cumplen con los estándares para el consumo de los alimentos naturales y  sanos [10- 12].</p>     <p align="justify">La mayoría de los compuestos naturales para el control de  hongos postcosecha en frutas se consideran inocuos para el ambiente y los  consumidores, con un gran potencial para el control de enfermedades postcosecha  de frutas y hortalizas, y se utilizan como recubrimientos solos o combinados en  forma de películas, con ceras u otro soporte de aditivos. Estas cubiertas o  recubrimientos comestibles se han utilizado para mantener la calidad y extender  la vida de las frutas y hortalizas en el mercado. Según Eissa-Heisham, las  frutas y hortalizas son frecuentemente cubiertas al sumergir o asperjar un  variado número de cubiertas comestibles, con el objetivo de formar una membrana  semipermeable en la superficie de los frutos para reducir la respiración y  controlar la pérdida de humedad [13]. La búsqueda de alternativas de  conservación, se ha asociado con la utilización de antimicrobianos de origen  vegetal como los extractos y aceites esenciales, que garanticen frutos de mejor  calidad y sin contaminantes químicos.</p>     <p align="justify">El mecanismo de acción de los aceites esenciales no está  claro, sin embargo se les atribuye la destrucción de la membrana microbiana  debido a sus constituyentes lipofílicos [14]. Sin embargo, estudios recientes  indican otros efectos de estos aceites, como: cambios en la morfología del  hongo, daños sobre estructuras reproductivas (conidias e hifas) y disminución de  la producción de toxinas [15].</p>     <p align="justify">El aceite esencial de naranja (Citrus sinensis L.) presenta  un alto contenido de monoterpenos cuyo componente mayoritario es el limoneno  (90%-96%), y otros monoterpenos oxigenados como linalol (1%-2%) y cineol (1%),  que se encuentran en menor proporción. Todos estos componentes han demostrado  actividad inhibitoria de crecimiento en diferentes hongos postcosecha como:  Aspergillus niger, A. flavus, P. verrucosum, P. chrysogenum, P. digitatum y P.  italicum [16]. El objetivo de esta investigación fue determinar la actividad  antifúngica in vitro del aceite esencial de naranja (AEN) sobre hongos  postcosecha en frutos de lechosa (C. papaya L.).</p>     <p align="justify"><b>Materiales y métodos</b></p>     <p align="justify">La investigación se realizó en el laboratorio de  Fitopatología y Control Biológico “Dr. Carlos Díaz Polanco”, del Núcleo Rafael  Rangel, Universidad de Los Andes.</p>     <p align="justify"><i>Material vegetal</i>: Se utilizaron 50 kg de naranjas  frescas sanas (C. sinensis), variedad Valencia, procedente de una plantación  ubicada a 530 msnm, 9°49´35”N y 70°11´24”O. Los frutos se lavaron con agua por  10 min, se secaron al aire, se separaron las cáscaras de la fruta y se pesaron  en una balanza electrónica.</p>     <p align="justify"><i>Extracción del aceite</i>: El aceite se extrajo de las  cáscaras de las naranjas a través de la técnica de hidrodestilación a vapor  asistida por microondas (HDMO), utilizando 500 g de cáscaras cortadas en un  procesador de alimentos (Oster) y se colocaron en un balón de destilación de 2 L  de capacidad con 800 mL de agua; el proceso de extracción duró 20 minutos. El  aceite esencial se separó de la fase acuosa con sulfato de sodio anhidro y se  mantuvo refrigerado a 4 °C en frasco ámbar hasta su utilización. Se determinó el  rendimiento porcentual del aceite esencial de acuerdo al peso en gramos del  material vegetal y tiempo de operación.</p>     <p align="justify"><i>Identificación de hongos postcosecha en lechosa</i>: Se  tomaron cinco frutos de lechosa cv. “Maradol”, procedentes de un mercado local  (Mérida), y se sometieron a una evaluación fitopatológica de la superficie del  fruto para identificar los hongos presentes. La observación e identificación de  los hongos se realizó mediante la técnica de “cinta adhesiva”, colocada en un  portaobjeto para observar las estructuras fúngicas en un microscopio óptico (Olympus  CX 21). Simultáneamente, cortes de la epidermis se colocaron en cajas de Petri  (9 cm) con medio de cultivo PDA (Potato Dextrose Agar, DIFCOTM) para su  crecimiento. La identificación de los mismos fue corroborada con preparaciones  microscópicas de los hongos crecidos en PDA, a través del empleo de las claves  taxonómicas para hongos imperfectos. Finalmente, se comprobó la presencia de la  enfermedad causada por estos hongos realizando una prueba de patogenicidad,  inoculando 5 frutos sanos con cada hongo aislado e identificado y se compararon  entre sí los síntomas iniciales.</p>     <p align="justify">Efecto del AEN en el crecimiento micelial de los hongos “in  vitro”: Se utilizaron concentraciones de 0%; 1%; 2,5% y 5% del AEN en medio de  cultivo PDA. Se colocaron 10 mL de PDA (pH 6,1) en cada caja de Petri (9cm) y  cantidades determinadas de aceite esencial, según la concentración utilizada.  Después de dos horas en reposo se colocó un disco de 0,5 cm de diámetro del  micelio de cada hongo en el centro de cada caja de Petri. Como control absoluto  se usó el medio de cultivo PDA sin aceites esenciales.</p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p align="justify">A partir de las 24 horas de la siembra se realizaron  mediciones del diámetro de crecimiento de las colonias que permitieron obtener  los porcentajes de inhibición.</p>     <p align="center" style="margin-top: 0; margin-bottom: 0">%I = <u>Ø Testigo&nbsp;  - Ø Tratamiento</u> x 100</p>     <p align="center" style="margin-top: 0; margin-bottom: 0">Ø Testigo</p>     <p align="justify">Donde:</p>     <p align="justify">• %I: Porcentaje de inhibición.</p>     <p align="justify">• Ø Diámetro testigo en medio de cultivo PDA.</p>     <p align="justify">• Ø Diámetro tratamiento (Dosis de AEN en medio PDA).</p>     <p align="justify">Las mediciones del crecimiento micelial se realizaron  diariamente hasta que cada hongo en el control completara su crecimiento en la  placa.</p>     <p align="justify"><i>Efecto del AEN como recubrimiento de frutos de lechosa</i>:</p>     <p align="justify"><i>Tratamiente previo</i>: Se utilizaron 12 lechosas cv.  “Maradol” procedentes de un mercado local (3 lechosas por tratamiento) con un  índice de maduración 2 (coloración verde con trazas amarillas en proporción  inferior al 25% del área total), tamaño y color uniforme, libres de daños  físicos e infecciones fúngicas, según la técnica propuesta por Rueda [17]. Los  frutos se lavaron con agua, se desinfectaron con hipoclorito de sodio (0,2%) y  se secaron a temperatura ambiente para su posterior recubrimiento.</p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p align="justify"><i>Recubrimiento</i>: Los frutos de lechosa fueron separados  e impregnados por aspersión con el recubrimiento de cada dosis de AEN, y para el  tratamiento control se asperjaron con agua destilada estéril. Los frutos se  dejaron secar al aire a temperatura ambiente y se mantuvieron en envases  plásticos a 25 ± 1 ºC con humedad relativa (HR) entre el 65 y 70%, durante 7  días.</p>     <p align="justify"><i>Presencia de hongos</i>: Durante el estudio se realizaron  observaciones diarias durante 7 días para el análisis fitopatológico. Al  observarse la presencia de hongos estos se aislaron y fueron pasados al medio de  cultivo PDA.</p>     <p align="justify"><i>Diseño experimental y análisis estadístico</i>: Para el  estudio in vitro se realizó un diseño completamente al azar, con 4 tratamientos  (Dosis 0%; 1%; 2,5%; 5%) y 5 repeticiones por tratamiento. Para el estudio in  vivo se realizó un diseño completamente al azar, con 4 tratamientos y 3  repeticiones. Los datos fueron sometidos a un análisis de varianza (ANOVA) entre  tratamientos para la variable porcentaje de inhibición de hongos, utilizando el  programa SAS 9.1.</p>     <p align="justify"><b>Resultados y discusión</b></p>     <p align="justify"><i>Extracción y rendimiento del AEN</i>: De la HDMO se obtuvo  un aceite traslúcido de cáscaras de naranjas de 0,5% (p/p) de rendimiento; para  500 g de cáscara de naranja fresca se obtuvieron alrededor de 3 mL (2,65 g) de  aceite, tras un proceso de destilación de 20 min. Blanco et al [18] observaron  que los rendimientos del AEN están alrededor de 0,4%. La extracción asistida por  microondas es una técnica relativamente novedosa que ofrece ventajas  ambientales, como son: el uso de menores cantidades de solvente, disminución del  consumo de energía, baja toxicidad de los solventes y menor cantidad de  productos de desecho. Esto permite la obtención de extracciones más selectivas y  rápidas con recuperación similar o mejor, comparada con procesos convencionales  [19,20]. Zhang et al [19] y Proestos y Komaitis [21] señalaron altos  rendimientos en la extracción de sustancias de interés como aceites,  polifenoles, flavonoides, quinonas, terpenoides y alcaloides.</p>     <p align="justify"><i>Hongos postcosecha en lechosa</i>: En el análisis  fitopatológico preliminar, de frutos de lechosa procedentes de mercados locales,  se observó la presencia de diversos hongos postcosecha, identificados como: C.  gloeosporioides, P. indicum, F. solani, R. stolonifer y A. flavus (<a href="#tab1">Tabla  1</a>).</p>     <p align="center"><a name="tab1"> <img border="0" src="/img/fbpe/rsvm/v34n2/art07tab1.gif" width="378" height="240"></a></p>     
<p align="justify"><i>Efecto fungistático del AEN en el crecimiento micelial de  hongos postcosecha “in vitro”</i>: El micelio de todos los hongos se inhibió en  un 100% cuando se utilizaron las concentraciones de 2,5% y 5% del aceite  esencial (p&gt;0,05), no presentando diferencias entre las concentraciones. La  concentración del aceite esencial al 1% inhibió el crecimiento micelial de los  hongos entre el 80,9% y 83,5%, sin diferencias significativas (p&gt;0,05), pero  presentando diferencias significativas con respecto al control y a las  concentraciones de 2,5% y 5% (p&lt;0,05) (<a href="#tab2">Tabla 2</a> y <a href="#fig1">figura 1</a>).</p>     <p align="center"><a name="tab2"> <img border="0" src="/img/fbpe/rsvm/v34n2/art07tab2.gif" width="379" height="570"></a></p>     
<p align="center"><a name="fig1"> <img border="0" src="/img/fbpe/rsvm/v34n2/art07fig1.gif" width="542" height="357"></a></p>     
]]></body>
<body><![CDATA[<p align="justify">Fisher y Phillips [22], encontraron que los componentes de  los aceites esenciales de limón (Citrus limon L.), naranja (Citrus sinensis L.)  y bergamota (Citrus bergamia) son efectivos para el control de patógenos en  frutos; la efectividad se debe a que los aceites de cítricos presentan en su  composición química terpenos como el limoneno (92,52 a 97,3%) y &#946;-pineno (1,37 a  1,82%) [23]. Asimismo, Di Vaio et al. [24] determinaron que el componente  principal del aceite esencial de limón fue el limoneno, que representó entre  72,5 y 76,4%, seguido de &#946;-pineno (11,6-18,7%). Por otra parte, Marei et al [25]  informaron que tres monoterpenos (timol, (S)-limoneno y 1,8-cineol) tienen  propiedades antifúngicas efectivas, al inhibir el crecimiento micelial de los  hongos Rhizoctonia solani, F. oxysporum, P. digitatum y A. niger. Igualmente,  Chuah et al [26] notificaron que los aceites esenciales del limón tienen  actividad antifúngica contra los hongos como F. oxysporum y Glomerella cingulata,  causantes de enfermedades en frutos.</p>     <p align="justify">Efecto del recubrimiento de los frutos de lechosa con el AEN  sobre los hongos postcosecha: Las concentraciones del AEN de 2,5% y 5%  resultaron efectivas en un 100%, evitando daños por hongos postcosecha en frutos  de lechosa, no presentando diferencias significativas (p&gt;0,05), pero si se  obtuvieron diferencias con respecto al tratamiento del aceite esencial al 1% y  el control (con presencia de lesiones en número entre 2 y 8 por fruto). Rico et  al [27], utilizaron recubrimientos en frutos de mangos y encontraron que el AEN  al 1% redujo significativamente la presencia de bacterias, hongos y levaduras.</p>     <p align="justify">El AEN utilizado en el recubrimiento al 2,5% y 5% inhibió el  crecimiento de hongos postcosecha como C. gloeosporioides, P. indicum, F. solani,  R. stolonifer y A. flavus en los frutos durante los primeros 7 días de  almacenamiento a 25 ± 2 ºC y 70% de HR (Figura 1). Asimismo, disminuyó el  deterioro de los frutos, reflejado en una mejor calidad visual de los mismos con  un proceso de maduración ligeramente tardío respecto al control. En el control  los daños se incrementaron con el periodo de almacenamiento, sin embargo, las  lesiones observadas fueron superficiales.</p>     <p align="justify">Velasquez-Nuñez et al [28] encontraron que la adición directa  del AEN al medio de crecimiento PDA tiene un efecto rápido en el control de A.  flavus, sin embargo, la exposición de este aceite esencial fue más efectiva  requiriendo concentraciones más bajas para lograr un efecto similar. Por su  parte, Barrera-Necha et al [29] comprobaron que los aceites esenciales de  Cinnamomum zeylanicum y Syzygium aromaticum tienen actividad antifúngica sobre  C. gloeosporioides en frutos de lechosa cuando son aplicados por inmersión al  1%, con cambios mínimos en la calidad en 10 días de conservación.</p>     <p align="justify">La importancia de los aceites esenciales radica en que son  biodegradables y efectivos para el control de enfermedades en condiciones de  campo y almacenamiento, reduciendo las aplicaciones de fungicidas químicos  sintéticos, garantizando la seguridad alimentaria en países en desarrollo [30].</p>     <p align="justify"><b>Conclusiones</b></p>     <p align="justify">El aceite esencial de naranja fue efectivo inhibiendo el  crecimiento micelial de los hongos postcosecha. Al ser utilizado como  recubrimiento de frutos de lechosa redujo las pudriciones por microorganismos.  Se considera una alternativa de control de hongos postcosecha efectiva y sin  contaminantes, tanto preventiva como curativa, capaz de preservar por más tiempo  los frutos de lechosa.</p>     <p align="justify"><b>Referencias</b></p>     <!-- ref --><p align="justify">1. Adetuyi FO, Ayileye TA, Dada IBO.Comparative study of  quality changes in shea butter coated pawpaw Carica papaya fruit during storage.  Pak J Nutr. 2008; 7:658-62.&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2024485&pid=S1315-2556201400020000700001&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify">2. Paull RE, Nishijima W, Reyes M, Cavaletto C. Postharvest  handling and losses during marketing of papaya (Carica papaya L.). Postharvest  Biol Technol. 1997; 11:165-79.&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2024486&pid=S1315-2556201400020000700002&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify">3. Gatto MA, Ippolito A, Linsalata V, Cascarano NA, Nigro F,  Vanadia S, Di Venere D. Activity of extracts from wild edible herbs against  postharvest fungal diseases of fruit and vegetables. Postharvest Biol Technol.  2011; 61:72-82. &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2024487&pid=S1315-2556201400020000700003&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify">4. Tripathi P, Dubey NK, Shukla AK. Use of some essential  oils as post-harvest botanical fungicides in the management of grey mould of  grapes caused by Botrytis cinerea. World J Microbiol Biotechnol. 2008; 24:39-46.&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2024488&pid=S1315-2556201400020000700004&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify">5. Zain ME. Impact of mycotoxins on humans and animals. J  Saudi Chem Soc. 2011;15:129-44.&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2024489&pid=S1315-2556201400020000700005&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify">6. Fernández-Cruz ML, Mansilla ML, Tadeo JL. Mycotoxins in  fruits and their processed products: analysis, occurrence and health  implications. J Adv Res. 2010; 1:113-22.&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2024490&pid=S1315-2556201400020000700006&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify">7. Solaimani B, Ramezani M, Saharkiz MJ. Biological control  of postharvest disease caused by Penicillium digitatum and P. italicum on stored  citrus fruits by Shiraz thyme essential oil. Adv Environ Biol. 2009; 3:249-54.&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2024491&pid=S1315-2556201400020000700007&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify">8. Alvarez A, Nishijima W. Postharvest diseases of papaya.  Plant Dis. 2012; 71:681-6.&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2024492&pid=S1315-2556201400020000700008&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify">9. Barrera L, García L. Actividad antifúngica de aceites  esenciales y sus compuestos sobre el crecimiento de Fusarium sp. aislado de  papaya (Carica papaya). Revista Científica UDO Agrícola. 2008; 8:33-41.&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2024493&pid=S1315-2556201400020000700009&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify">10. Combrinck S, Regnier T, Kamatou GP. In vitro activity of  eighteen essential oils and some major components against common postharvest  fungal pathogens of fruit. Ind Crops Prod. 2011; 33:344-9.&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2024494&pid=S1315-2556201400020000700010&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify">11. Prakash-Srivastava M, Sharma N. Application of essential  oils: an alternative method for controlling postharvest losses. Enviro News.  2013;19:3&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2024495&pid=S1315-2556201400020000700011&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify">12. Gachango E, Kirk W, Schafer R, Wharton P. Evaluation and  comparison of biocontrol and conventional fungicides for control of postharvest  potato tuber diseases. Biol Control. 2012; 63:15-120.&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2024496&pid=S1315-2556201400020000700012&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify">13. Eissa-Hesham A. Effect of chitosan coating on shelf life  and quality of fresh-cut mushroom. J Food Quality. 2007; 30:623- 45.&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2024497&pid=S1315-2556201400020000700013&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify">14. Shelz Z, Molnar J, Hohmann J. Antimicrobial and  antiplasmid activities of essential oils. Fitoterapia. 2006; 77:279-85.&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2024498&pid=S1315-2556201400020000700014&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify">15. Park MJ, Gwaka KS, Yang KW, Kim EB, Jeung JW, Chang IG et  al. Effect of citral, eugenol, nerolidol and &#945;-terpineol on the ultrastructural  changes of Trichophyton mentagrophytes. Fitoterapia. 2009; 80:290-6.&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2024499&pid=S1315-2556201400020000700015&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify">16. Caccioni RL, Guizzardi M, Biondi DM, Renda A, Giuseppe R.  Relationship between volatile components of citrus fruit essential oils and  antimicrobial action on Penicillium digitatum and Penicillium italicum. Int J  Food Microbiol. 1998; 43:73-9.&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2024500&pid=S1315-2556201400020000700016&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><p align="justify">17. Rueda MS. Manejo post-cosecha y comercialización de la  papaya. Programa nacional de capacitación en manejo postcosecha y  comercialización de frutas y hortalizas. Convenio SENA-Reino Unido: Serie de  paquetes de capacitación sobre manejo post-cosecha de frutas y hortalizas.  Centro Agroindustrial del SENA. Primera edición. Armenia, Quindío, Colombia:  1999; 198pp.</p>     <!-- ref --><p align="justify">18. Blanco C, Stashenko EE, Combariza MY, Martínez JR.  Comparative study of Colombian citrus oils by highresolution gas chromatography  and gas chromatographymass spectrometry. J Chromatogr A. 1995; 697:501-13.&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2024502&pid=S1315-2556201400020000700017&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify">19. Zhang HF, Yang XH, Wang Y. Microwave assisted extraction  of secondary metabolites from plants: current status and future directions.  Trends Food Sci Tech. 2011; 22:672-88.&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2024503&pid=S1315-2556201400020000700018&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify">20. Chan CH, Yusoff R, Ngoh GC, Kung FWL. Microwaveassisted  extractions of active ingredients from plants. J Chromatogr A. 2011;  1218:6213-25.&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2024504&pid=S1315-2556201400020000700019&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify">21. Proestos C, Komaitis M. Application of microwave-assisted  extraction to the fast extraction of plant phenolic compounds. Food Sci Technol-LEB.  2008; 41:652-9.&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2024505&pid=S1315-2556201400020000700020&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify">22. Fisher K, Phillips. Potential antimicrobial uses of  essential oils in food: is citrus the answer? Trends Food Sci Technol. 2008;  19:156-64.&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2024506&pid=S1315-2556201400020000700021&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify">23. Hosni K, Zahed N, Chrif R, Abid I, Medfei W, Karell M, et  al. Composition of peel essential oils from four selected Tunisian citrus  species: evidence for the genotypic influence. Food Chem. 2010; 123:1098-104.&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2024507&pid=S1315-2556201400020000700022&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify">24. Di Vaio C, Graziani G, Gaspari A, Scaglione G, Nocerino  S, Ritieni A. Essential oils content and antioxidant properties of peel ethanol  extract in 18 lemon cultivars. Sci Hortic. 2010; 126:50-5.&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2024508&pid=S1315-2556201400020000700023&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify">25. Marei G, Rasoul MA, Abdelgaleil SA. Comparative  antifungal activities and biochemical effects of monoterpenes on plant  pathogenic fungi. Pestic Biochem Physiol. 2012; 103:56-61.&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2024509&pid=S1315-2556201400020000700024&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify">26. Chuah TS, Tan YY, Ismail BS. In vitro evaluation of the  antifungal activity of some essential oils on postharvest fungal pathogens of  tropical fruits. Plant Prot Q. 2010; 25:162-4.&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2024510&pid=S1315-2556201400020000700025&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify">27. Rico F, Gutiérrez C, Díaz-Moreno C. Efecto de  recubrimientos comestibles de quitosano y aceites esenciales en la calidad  microbiológica de mango (Mangifera indica L.) mínimamente procesado. Vitae.  2012; 19:117-9.&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2024511&pid=S1315-2556201400020000700026&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify">28. Velázquez-Nuñez MJ, Avila-Sosa R, Palou E, López-Malo A.  Antifungal activity of orange (Citrus sinensis var. Valencia) peel essential oil  applied by direct addition or vapor contact. Food Control. 2013; 31:1-4.&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2024512&pid=S1315-2556201400020000700027&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify">29. Barrera-Necha L, Bautista-Baños S, Flores-Moctezuma E,  Rojas Estudillo A. Efficacy of essential oils on the conidial germination,  growth of Colletotrichum gloeosporioides (Penz.) Penz. y Sacc and control of  postharvest diseases in papaya (Carica papaya L.). Plant Pathol J. 2008;  7:174-8.&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2024513&pid=S1315-2556201400020000700028&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify">30. Enyiukwu D, Awurum A, Nwaneri J. Efficacy of plant-derived  pesticides in the control of myco-induced postharvest rots of tubers and  agricultural products: a review. Net J Agric Sci. 2014; 2:30-46.&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2024514&pid=S1315-2556201400020000700029&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --> ]]></body>
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