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<article-title xml:lang="es"><![CDATA[Caracterización del viroma de arn en tejido radical de Solanum phureja mediante pirosecuenciación 454 gs-flx]]></article-title>
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<abstract abstract-type="short" xml:lang="en"><p><![CDATA[Viral diseases are one of the most limiting factors to the potato industry in the Andean region as they significantly reduce yields, compromise tuber quality and limit their use as seed tubers. Integrated management programs of viral diseases must be supported by a good knowledge of the virus species (and their variants) infecting each potato variety and the availability of specific and highly sensitive diagnostic tools. In this work, the root RNA-virome of a Solanum phureja cv. Criolla Colombia plant was characterized using 454 GS-FLX pyrosequencing. Co-infection with three different viruses was found, the most prevalent of which were identified as two variants of Potato virus S: PVS Col (49.7 %) and PVS A (42.7 %). The remaining viruses corresponded to Potato virus V (PVV) (6.5 %) and Potato leafroll virus (PLRV) (1.1 %). At least two genomic variants were found for each virus, an important factor that should be taken into account in the design of molecular detection tools supporting seed certification and genetic improvement programs.]]></p></abstract>
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</front><body><![CDATA[ <p style="page-break-after: auto; text-align: center"><font face="Verdana"> <span style="font-weight: 700"><span lang="ES-MX" style="text-transform: none"> Caracterización del viroma de arn en tejido radical de</span><span lang="ES-MX"> </span><span lang="ES-MX" style="text-transform: none">Solanum phureja mediante  pirosecuenciación 454 gs-flx</span></span></font></p>     <p style="page-break-after: auto; text-align: center"><b><span lang="ES-MX"> <font face="Verdana" size="2">Pablo Gutiérrez-Sánchez<sup>1</sup> Juan  Alzate-Restrepo<sup>2</sup> y Mauricio Marín-Montoya<sup>1</sup></font></span></b></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2"><sup><span lang="ES">1&nbsp; </span> </sup><span lang="ES">Facultad de Ciencias, Universidad Nacional de Colombia,  Sede Medellín, Colombia. e-mail: <a href="mailto:paguties@unal.edu.co"> paguties@unal.edu.co</a>, <a href="mailto:mamarinm@unal.edu.co"> mamarinm@unal.edu.co</a></span></font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2"><sup><span lang="ES">2 </span> </sup><span lang="ES">Centro Nacional de Secuenciación Genómica- CNSG, Facultad  de Medicina, Grupo de Parasitología, Universidad de Antioquia, Medellín,  Colombia. &nbsp;e-mail: <a href="mailto:jfernando.alzate@udea.edu.co"> jfernando.alzate@udea.edu.co</a></span></font></p>     <p style="text-align: justify"><font face="Verdana" size="2"> <span lang="ES-MX" style="font-weight: 700">RESUMEN</span></font></p>     <p><font face="Verdana" size="2"><span lang="ES">Las enfermedades virales son  una de las principales limitantes para la producción de papa en la región Andina  al reducir los rendimientos de los cultivos, afectar la calidad de los  tubérculos y limitar su utilidad como semilla. Los programas de manejo integrado  de las enfermedades virales deben estar sustentados en el conocimiento previo de  las especies de virus y sus variantes presentes en los cultivares establecidos  en cada región y en la disponibilidad de herramientas de diagnóstico viral  específicas y altamente sensibles. En esta investigación se caracterizó el  viroma de ARN asociado a tejido radicular de una planta de Solanum phureja  cultivar Criolla Colombia mediante la pirosecuenciación del ADNc utilizando el  sistema 454 GS-FLX. Los resultados demostraron la coinfección de tres virus de  ARN en las raíces analizadas: dos variantes de Potato virus S detectadas en el  49,7 % (PVS<sup>Col</sup>) y 42,7 % (PVS<sup>A</sup>) del total de reads  asociados a cápsides virales, el Potato virus V (PVV) (6,5%) y el Potato  leafroll virus (PLRV) (1,1%). Adicionalmente, se identificaron al menos dos  diferentes variantes genómicas para cada uno de los virus, lo que debe ser  considerado para el diseño futuro de herramientas de detección molecular que  apoyen los programas de certificación de tubérculo-semilla y mejoramiento  genético de papa por resistencia a virus. </span></font></p>     <p><font face="Verdana" size="2"><span lang="ES"><b>Palabras clave adicionales</b>:  Papa criolla, PLRV, PVS, PVV, secuenciación de nueva generación (NGS)</span></font></p>     <p style="text-align: center"><font face="Verdana" size="2"> <span lang="EN-GB" style="font-weight: 700">Characterization of the root  RNA-virome in Solanum phureja using 454 GS-FLX pyrosequencing</span></font></p>     <p style="text-align: justify"><font face="Verdana" size="2"> <span lang="EN-GB" style="font-weight: 700">ABSTRACT</span></font></p>     <p><font face="Verdana" size="2"><span lang="EN-US" style="background: white"> Viral diseases are one of the most limiting factors to the potato industry in  the Andean region as they significantly reduce yields, compromise tuber quality  and limit their use as seed tubers. Integrated management programs of viral  diseases must be supported by a good knowledge of the virus species (and their  variants) infecting each potato variety and the availability of specific and  highly sensitive diagnostic tools. In this work, the root RNA-virome of a  Solanum phureja cv. Criolla Colombia plant was characterized using 454 GS-FLX  pyrosequencing. Co-infection with three different viruses was found, the most  prevalent of which were identified as two variants of Potato virus S: PVS<sup>Col</sup>  (49.7 %) and PVS<sup>A </sup>(42.7 %). The remaining viruses corresponded to  Potato virus V (PVV) (6.5 %) and Potato leafroll virus (PLRV) (1.1 %). At least  two genomic variants were found for each virus, an important factor that should  be taken into account in the design of molecular detection tools supporting seed  certification and genetic improvement programs.</span></font></p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p><font face="Verdana" size="2"><span lang="EN-US"><b>Additional key words</b>:  Egg yolk potato, PLRV, PVS, PVV, next generation sequencing (NGS)</span></font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2"><span lang="ES">Recibido:  Octubre 3, 2013&nbsp;&nbsp; Aceptado: Mayo 5, 2014</span></font></p>     <p class="5Captulo" style="text-align: justify"><span lang="ES-MX"> <font size="2" face="Verdana">INTRODUCCIÓN</font></span></p>     <p align="justify"> <span lang="ES" style="font-size: 10.0pt; font-family: Verdana">El cultivo de la  papa (<i>Solanum tuberosum</i> y <i>Solanum phureja</i>) en Colombia es uno de  los renglones agrícolas más importantes para la región andina del país, pues  cerca de 90.000 familias dependen de su siembra en alrededor de 160.000 ha (ICA,  2012). En este país se cultivan unas 30 variedades de papa, aunque entre el 85 y  90% del área total de siembra es ocupada con las variedades de <i>S. tuberosum</i>  subsp. Andigena Parda pastusa, Diacol Capiro e ICA-Puracé. El cultivo de papa  criolla (<i>S. phureja</i>), representa entre el 6 y el 10 % del área total (MADR,  2006; ICA, 2012). En los últimos años ha existido un marcado interés en  incentivar la siembra de esta especie diploide en los países andinos, dadas sus  excelentes características organolépticas, altos valores nutritivos (vitaminas  A, B y C, niacina, tiamina), ciclo corto de producción (4 a 6 meses) y reducido  período de dormancia de los tubérculos </span><span lang="ES-MX"> <font size="2" face="Verdana">(MADR, 2006; Rodríguez et al., 2009).  Recientemente, en Colombia se entregaron al mercado tres clones superiores de  papa criolla registrados como los cultivares Criolla Latina, Criolla Paisa y  Criolla Colombia. Este último ha sido el de mayor aceptación entre los  agricultores, dada su excelente adaptación a las regiones montañosas del país,  aceptables rendimientos (13 a 15 t·ha<sup>-1</sup>), y utilidad tanto para  consumo en fresco como para la elaboración de papa precocida congelada  (Rodríguez et al., 2009). </font></span></p>     <p align="justify"> <span lang="ES" style="font-size: 10.0pt; font-family: Verdana">Uno de las  principales limitantes del cultivo de </span><font face="Verdana"><i> <span lang="ES-MX"><font size="2">S. phureja</font></span></i><span lang="ES-MX"><font size="2">  es su alta susceptibilidad a algunas de las enfermedades más importantes de la  papa, incluyendo las virosis (MADR, 2006). Sin embargo, de este último aspecto  es escasa la información disponible con respecto a las especies de virus  presentes y sus efectos sobre los rendimientos de las variedades locales de este  cultivo en Colombia y otros países andinos, siendo hasta el momento reportados  como los virus más incidentes en este hospedante: <i>Potato virus Y</i> (PVY), <i>Potato virus X</i> (PVX), <i>Potato virus S</i> (PVS), <i>Potato leafroll  virus</i> (PLVR) y <i>Potato yellow vein</i> virus (PYVV) (Franco et al., 2009;  Guzmán et al., 2010; 2013). </font><span style="color:#231F20"><font size="2"> Guzmán et al. (2010) utilizando la técnica de Elisa sobre dicha colección,  encontraron que el 82 % de las muestras presentaban una infección mixta con PVS  y PLRV; el 7,1 % registraba la infección de PVS, PVY y PLRV; el 5,9 % presentaba  PVS, PVX y PLRV y el 1,8 % los cuatro virus bajo evaluación. </font></span> </span></font></p>     <p align="justify"> <span lang="ES" style="font-size: 10.0pt; font-family: Verdana">Si se considera  que unos 38 virus y viroides han sido descritos por afectar cultivos de papa a  nivel mundial (Kerlan, 2008) y que al menos 14 especies dependen de este  hospedante para su supervivencia y dispersión (Salazar, 1996), es lógico  considerar que el viroma de <i>S. phureja</i> en su centro de origen (región  andina entre Ecuador y Colombia) presenta una mayor complejidad que la reportada  hasta ahora; más aun cuando muchas de las enfermedades virales en la papa  resultan en infecciones latentes o asintomáticas que reducen paulatinamente el  vigor de los tubérculos-semilla y los rendimientos de los cultivos infectados (Halterman  et al., 2012). En este sentido, Kerlan (2008) registró la ocurrencia de cerca de  16 virus hasta ahora sólo encontrados en Latinoamérica y cuya importancia  económica está por definirse en las diferentes variedades de papa cultivadas en  los </span><font face="Verdana" size="2"><span lang="ES-MX">países de esta  región. Un ejemplo que ilustra el desconocimiento de la complejidad viral  presente en los cultivos de papa de nuestro continente es el estudio realizado  por Vásquez et al. (2006) en Costa Rica, en el que mediante pruebas de Elisa se  evaluó la incidencia de virus en cultivos de papa de 30 fincas ubicadas a tres  altitudes, detectándose la presencia en niveles del 8 al 77 %, de 12 de los 13  virus evaluados, siendo la excepción el <i>Andean potato latent virus</i> (APLV).  De forma interesante, en dicho trabajo se registraron por primera vez para este  país centroamericano los virus PMTV, PAMV, PVV, PVT y APMoV.</span></font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2"><span lang="ES-MX">Un aspecto  fundamental que ha impedido un mejor conocimiento del viroma de papa en nuestros  países es la necesidad de disponer de cebadores, sondas y anticuerpos  específicos para detectar mediante pruebas moleculares y/o serológicas las  variantes virales de cada especie presentes en las diferentes regiones de  cultivo. Esto no siempre es fácil de lograr, dado el bajo número de secuencias  disponibles para los genomas de dichos virus. En adición, el uso de estas  técnicas tradicionalmente se reduce a la detección de los virus que  históricamente se reconocen como los de mayor importancia económica para cada  cultivo, lo que resulta en la subestimación de los verdaderos componentes  etiológicos de las enfermedades virales (Coetzee et al., 2010).</span></font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2"><span lang="ES-MX">En los  últimos años se ha desarrollado un conjunto de técnicas de secuenciación masiva  de genomas, metagenomas y transcriptomas, denominadas genéricamente como  Secuenciación de nueva generación (NGS) y que presentan como principales  plataformas los sistemas Illumina/Solexa y Roche 454 GS-FLX. Este último se basa  en la detección lumínica de los nucleótidos como resultado de la actividad de la  enzima luciferasa tras la incorporación de las bases durante la polimerización  del ADN y la posterior redirección de la energía del pirofosfato para alimentar  la catálisis de la luciferina (Mokili et al., 2012). Recientemente nuestro grupo  secuenció completamente con este método, una variante del virus PVS infectando  plantas de <i>S. phureja</i> en Colombia y que no fue posible asociar  filogenéticamente con las dos razas conocidas para este virus en el mundo (PVS<sup>A</sup>  y PVS<sup>O</sup>) (Gutiérrez et al., 2012; 2013). </span></font></p>     <p align="justify"> <span lang="ES" style="font-size: 10.0pt; font-family: Verdana">Los sistemas NGS  son actualmente </span><font face="Verdana" size="2"><span lang="ES-MX"> reconocidos como una poderosa herramienta para el diagnóstico molecular de virus  de plantas y otros hospedantes, al no requerir conocimiento <i>a priori</i> de  las especies y variantes virales a detectar y ofrecer un formato no sesgado para  determinar las proporciones de los componentes virales que participan en co-infecciones  (Adams et al., 2009; Kreuze et al., 2009). En esta investigación se utilizó el  sistema de pirosecuenciación 454 GS-FLX para identificar los virus presentes en  raíces de una planta de <i>S. phureja</i> cultivar Criolla Colombia, obtenida de  un cultivo del municipio de La Unión (Antioquia) en el marco de un estudio  metagenómico que busca identificar los principales componentes microbiológicos  de la rizosfera de cultivos de papa afectados por la sarna polvosa, una  enfermedad causada por el protozoario habitante del suelo <i>Spongospora  subterranea</i>, en agroecosistemas de Colombia y otros países andinos.</span></font></p>     <p class="5Captulo" style="text-align: justify"><font face="Verdana" size="2"> <span lang="ES-MX">MATERIALES Y MÉTODOS</span></font></p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p class="8Columnas" style="text-indent: 0cm" align="justify"> <font face="Verdana" size="2"><span lang="ES-MX">La investigación se realizó a  partir de una planta de <i>S. phureja</i> cultivar Criolla Colombia en período  de floración, obtenida en un cultivo del municipio de La Unión (Antioquia)  (05°58’37” N, 75°21’52” W), seleccionado por presentar registro de altos niveles  de incidencia y severidad de sarna polvosa, cuyo agente causal transmite el  virus <i>mop-top</i> de la papa (PMTV, <i>Pomovirus</i>). Las raíces fueron  colectadas &nbsp;en &nbsp;nitrógeno &nbsp;líquido y &nbsp;conservadas &nbsp;a -80 °C hasta su uso  posterior. Para el estudio del viroma de ARN se procedió a la extracción del ARN  total utilizando el método del Trizol (Chomczynski y Sacchi, 1987) y ARN poliA+  con el kit oligotex de Qiagen. El ADN copia (ADNc) se obtuvo con el kit <i>cDNA  synthesis system</i> (Roche) utilizando cebadores aleatorios hexámeros.  Posteriormente, se preparó la librería de ADNc con el <i>kit GS Rapid Library  Prep</i> (Roche) y se procedió a la pirosecuenciación <span style="color:black"> utilizando los reactivos Titanium (Roche) en un equipo GS-FLX 454 Life Sciences  (Roche) del Centro Nacional de Secuenciación Genómica (CNSG) de la Universidad  de Antioquia (Colombia).</span></span></font></p>     <p class="8Columnas" style="text-indent: 0cm" align="justify"> <span lang="ES" style="font-size: 10.0pt; font-family: Verdana; color: black"> Mediante el análisis bioinformático, l</span><span lang="ES" style="font-size: 10.0pt; font-family: Verdana">as  lecturas de secuencia (<i>reads</i>) fueron depuradas con el fin de eliminar las  secuencias adaptadoras utilizando la rutina disponible en <a href="http://bioinf.comav.upv.es/sff_extract/index.html">http://bioinf.</a></span><font face="Verdana" size="2"><span lang="ES-MX"><a href="http://bioinf.comav.upv.es/sff_extract/index.html">comav.upv.es/sff_extract/index.html</a>.</span></font></p>     <p class="8Columnas" style="text-indent: 0cm" align="justify"> <font face="Verdana" size="2"><span lang="ES-MX">Con el fin de identificar las  secuencias de origen viral se construyó una base de datos con 15.157 secuencias  putativas de genes de la cápside (CP) de virus de plantas, disponibles en  GenBank. Posteriormente, en una búsqueda de BlastX con respecto la base de datos  anterior, se identificaron los posibles <i>reads</i> codificantes para CP, y  donde se empleó un alto valor para el parámetro <i>E</i> (0,01) con el fin de no  descartar ninguna secuencia relacionada con dicho gen. Los <i>reads</i>  seleccionados junto con sus archivos de calidad fueron extraídos de la totalidad  de las secuencias utilizando rutinas en <i>Perl</i> diseñadas con este propósito  por los autores y se procedió a su ensamblaje con el programa CAP3 utilizando  los parámetros por defecto del programa (Huang y Madan, 1999). Los <i>contigs</i>  resultantes fueron anotados inicialmente con el programa Blast2GO (Conesa et al.  2005) para luego realizar una búsqueda confirmatoria en GenBank con BlastX y  proceder a definir la región codificante completa (Coding DNA sequence-CDS) de  CP para los virus detectados. </span></font></p>     <p class="8Columnas" align="justify"><font face="Verdana" size="2"> <span lang="ES-MX">La calidad del ensamblaje y la presencia de polimorfismos en  estas secuencias fue analizada con el programa Tablet (Milne et al., 2010).  Finalmente, se construyeron árboles filogéneticos mediante el método de máxima  verosimilitud utilizando el modelo de Kimura 2-parámetros (Kimura, 1980) y una  distribución gama de cinco categorías (+G, = 0,3013) utilizando el programa Mega  versión 5.0 (Tamura et al., 2011). Los alineamientos de secuencias fueron  realizados con la herramienta Muscle (Edgar, 2004). El soporte de la topología  interna de los dendrogramas fue determinado mediante la aproximación del sesgo o  varianza del análisis (<i>bootstrap</i>) con 1000 remuestreos.</span></font></p>     <p class="8Columnas" align="justify"><b><font face="Verdana" size="2"> <span lang="ES-MX">RESULTADOS Y DISCUSIÓN</span></font></b></p>     <p class="8Columnas" align="justify"> <span lang="ES" style="font-size: 10.0pt; font-family: Verdana">Mediante la  pirosecuenciación se obtuvo un total de 97.817.836<span style="color:red"> </span>bases secuenciadas correspondientes a 307.942<span style="color: #222222; background: white"> </span><i>reads</i> identificados mediante Blast y 8.265 <i>reads</i> asociados  a genes CP de virus de ARN de plantas, aunque también se detectaron otros genes  de origen viral como aquellos que codifican para la RdRp (polimerasa de ARN  dependiente de ARN), triple bloque de genes y diferentes proteasas de origen  viral (datos </span><font face="Verdana"><span lang="ES-MX"><font size="2">no  mostrados). </font></span><font size="2"><span lang="ES">Luego</span><span lang="ES-CO">  de utilizar diferentes sistemas de ensamblaje y filtración de datos, se observó  que diferentes porciones de los genomas de dichos virus no estaban representadas  en las bases de datos obtenidas, por lo que se obtuvo sólo una información  fragmentada de éstas. Por el contrario, los genes de las cápsides virales sí se  encontraron completas, como resultado de su mayor abundancia y ubicación hacia  el extremo 3´ de los genomas virales, posibilitándose el análisis de  variabilidad. </span></font><span lang="ES-MX"><font size="2">Con base en las  secuencias de CP se detectaron tres virus en las raíces de la planta analizada:  dos linajes de PVS (PVS<sup>Col</sup> y PVS<sup>A</sup>), que además resultaron  ser los virus prevalentes en el análisis, con 49,7% (PVS<sup>Col</sup>) y 42,7%  (PVS<sup>A</sup>); así como los virus <i>Potato virus</i> <i>V</i> (PVV) y PLRV  que se encontraron en el 6,5 % y 1,1 % de los <i>reads</i>, respectivamente  (<a href="#fig1">Figura 1</a>). Para nuestro conocimiento, este trabajo es el primero que reporta la  ocurrencia del potyvirus PVV en cultivos de papa de Colombia; aunque dicho virus  es reconocido como una especie de distribución mundial, al ser registrada en  cultivos de Bolivia y Perú, y diferentes países de Europa (Salazar, 1996;  Oruetxebarria et al., 2000; </font><font size="2">Kerlan, 2008).</font></span></font></p>     <p align="center"> <a name="fig1"> <img border="0" src="/img/fbpe/ba/v26n2/art03fig1.gif" width="339" height="356"></a></p>     
<p align="justify"> <span lang="ES" style="font-size: 10.0pt; font-family: Verdana">De forma  interesante, a pesar de que la planta analizada presentaba gran cantidad de  agallas en las raíces causadas por <i>S. subterranea</i>, en este trabajo no se  detectó el virus PMTV, pero sí dos linajes del carlavirus PVS, previamente </span><span lang="ES-MX"><font size="2" face="Verdana">identificados por  nuestro grupo en tejido foliar de plantas de <i>S. phureja</i> (Gutiérrez et  al., 2012; 2013). Aunque la ocurrencia de infecciones virales mixtas en plantas  de papa es frecuente (Salazar, 1996; Nie y Singh, 2001; Halterman et al., 2012),  su detección se ha realizado principalmente en tejido foliar o en brotes de  tubérculos, por lo cual el reporte de co-infecciones virales en raíces de <i>S.  phureja</i> aporta un componente epidemiológico adicional que debe ser  considerado cuando se analiza el viroma de este cultivo, ya que bajo nuestras  condiciones de producción existe una importante cantidad de plantas  “voluntarias” que traslapan sus ciclos de vida entre cultivos sucesivos de papa  u otras especies, constituyéndose así el tejido radicular en una fuente  adicional de inóculo viral para las nuevas siembras. </font></span></p>     <p class="8Columnas" align="justify"><font face="Verdana"><span lang="ES-MX"> <font size="2">Especial atención merece el hecho que no se detectó en las raíces  de la planta bajo estudio la ocurrencia de virus tradicionalmente considerados  altamente incidentes en cultivos de papa de la región Andina, como PVY y PVX. En  estudios previos realizados en muestras foliares de campo o </font></span> <font size="2"><span lang="ES-MX" style="color: black">bancos de germoplasma de  esta especie, en diferentes departamentos de Colombia, se detectó la presencia  en mayor o menor grado de estos virus</span><span lang="ES-MX"> (</span><span lang="ES-MX" style="color: black">Franco  et al., 2009; Gil et al., 2012).</span><span lang="ES-MX"> Sin embargo, dichos  hallazgos no pueden ser comparados de forma directa con los resultados obtenidos  en el presente estudio el cual involucró el análisis de una sola planta de </span></font><i><span lang="ES-MX"><font size="2">S. phureja.</font></span></i></font></p>     <p align="justify"><b> <span lang="ES" style="font-size: 10.0pt; font-family: Verdana">PVS. </span></b> <span lang="ES" style="font-size: 10.0pt; font-family: Verdana">El PVS (<i>Carlavirus</i>, <i>Betaflexiviridae</i>) es uno de los virus prevalentes en los cultivos de papa  de Colombia y otros países del mundo (Salazar, 1996; Cox y Jones, 2010; Gil et  al., 2013). Este virus causa síntomas moderados sobre las plantas de papa que  incluyen moteados cloróticos y rugosidades en el envés de los foliolos. Su  efecto sobre el rendimiento de los cultivos puede alcanzar reducciones del 10-20  % (Gil et al., 2013), siendo aun mayores cuando se presenta en infecciones  mixtas con virus como PVX (Nyalugwe et al., 2012). El PVS es transmitido de  forma no persistente por especies de áfidos como <i>Myzus persicae</i>, <i> Rhopalosiphum padi</i>, <i>Aphis fabae</i> y <i>A. nasturtii</i>; además su  transmisión mecánica y por propagación vegetativa es bastante eficiente,  pudiendo incluso alcanzar incidencias del 100 % en los cultivos de papa (Matoušek  et al., 2005). Este virus presenta viriones filamentosos de 610-</span><span lang="ES-MX"><font size="2" face="Verdana">710  nm y un genoma monopartita de cerca de 8500 nt de ARN de cadena sencilla  positiva (ARNss+). El extremo 5’ del ARN está protegido con una caperuza y el 3’  presenta una cola de poli-A (Cox y Jones, 2010). En el presente estudio fueron  detectados dos linajes genéticos de este virus en raíces de <i>S. phureja</i>,  el mayoritario es denominado en este trabajo como PVS<sup>Col</sup>, dado que su  registro hasta ahora sólo se ha realizado en Colombia y que presenta bajos  niveles de identidad (&lt;80 %) con respecto a la secuencia genómica de cepas  representativas de los linajes PVS<sup>A</sup> y PVS<sup>O </sup>(Gutiérrez et  al., 2013). Dicho linaje fue inicialmente inferido por Gil et al. (2013) a  partir de análisis parciales de secuencias de CP de aislamientos colombianos de  PVS procedentes de diferentes departamentos de Colombia y en el presente  estudio, su diferenciación fue plenamente confirmada a partir del análisis  filogenético de la secuencia del gen CP de PVS (<a href="#fig2">Figura 2</a>). En adición, los  análisis de variación de los <i>reads</i> utilizados en los ensamblajes para  este virus indicaron la ocurrencia de un genotipo predominante en las raíces de  la planta analizada con una proporción de 96-98 % del total de <i>reads</i>  obtenidos; aunque en dos posiciones ubicadas en el extremo 3’ (780 y 858) se  presentaron dos cambios &nbsp;con &nbsp;relaciones &nbsp;porcentuales&nbsp; de &nbsp;58/42 &nbsp;y 60/40.  Dicha situación se ajusta al modelo de cuasiespecies virales, en el sentido que  se presenta una secuencia maestra y diferentes variantes que en su conjunto se  complementan en un esquema de equilibrio de selección metaestable (Hull, 2014).  El análisis de variación indicó además que de los nueve sitios polimórficos a  nivel de nucleótidos, sólo uno (el 116) representó un cambio en la secuencia de  aminoácidos (Q39P) en la proteína CP de este virus.</font></span></p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p class="8Columnas" align="center"> <a name="fig2"> <img border="0" src="/img/fbpe/ba/v26n2/art03fig2.gif" width="545" height="570"></a></p>     
<p align="justify"> <span lang="ES-MX"> <font size="2" face="Verdana">El otro linaje de PVS detectado en el trabajo se  agrupó en el análisis filogenético con aislamientos de Colombia y otros países  representativos de la raza Andina de PVS (PVS<sup>A</sup>) (Figura 2). En este  caso, el nivel de variación encontrado entre <i>reads</i> representativos de  este virus fue mayor que el encontrado para PVS<sup>Col</sup>, al identificarse  dos grupos de cepas en proporciones cercanas al 55 y 45 %, respectivamente.</font></span></p>     <p align="justify"> <span lang="ES" style="font-size: 10.0pt; font-family: Verdana">Los niveles de  identidad encontrados entre los dos linajes de PVS detectados en este estudio  fueron del 79 % (matriz no mostrada), lo que conduce a recomendar la evaluación </span><span lang="ES-MX"><font size="2" face="Verdana">independientemente de  ambos linajes en programas de certificación de tubérculo-semilla y mejoramiento  genético de <i>S. phureja</i> por resistencia a PVS, siendo además necesario  diseñar cebadores y sondas específicas para su diagnóstico mediante RT-PCR  convencional y en tiempo real (qRT-PCR).</font></span></p>     <p align="justify"><b> <span lang="ES" style="font-size: 10.0pt; font-family: Verdana">PVV.</span></b><span lang="ES" style="font-size: 10.0pt; font-family: Verdana">  El PVV es un miembro del género <i>Potyvirus</i> (<i>Potyviridae</i>), cuyos  viriones consisten de partículas flexuosas de 760 x 11 nm y un genoma de ARNss+  de 9,8 kb, que codifica para una poliproteína que una vez clivada por tres  proteasas virales (P1, HC-Pro y NIa), da origen a 10 proteínas maduras (Oruetxebarria  et al., 2000). Este virus aparentemente solo ocurre en un número limitado de  cultivares de papa causado síntomas moderados (mosaicos suaves, clorosis),  aunque presenta una aparente distribución mundial (Oruetxebarria et al., 2000).  Salazar (2003) considera que el PVV es un virus limitante para el cultivo de  papa, capaz de ocasionar pérdidas cercanas al 40 % y representar alto riesgo  para el cultivo debido a sus diferentes medios de dispersión (áfidos,  tubérculos). Estudios filogenéticos de los potyvirus registrados en cultivos de  papa del Perú han determinado claramente que el PVV representa una especie viral  diferente de PVY, <i>Peru tomato virus</i> (PTV), <i>Wild potato mosaic virus</i>  (WPMV) (Spetz et al., 2003) y <i>Pepper yellow mosaic virus</i> (PepYMV) (Inoue-Nagata  et al., 2002); esto a pesar de que inicialmente se consideraba como una cepa  relacionada serológicamente con PVY<sup>C</sup> y PTV (Salazar, 1996). Los  resultados del análisis filogenético del presente trabajo confirmaron su  separación de dichos virus e indicaron bajos niveles de variación entre las  cepas que infectaban la &nbsp;planta &nbsp;estudiada, &nbsp;con &nbsp;tan &nbsp;sólo &nbsp;tres &nbsp;cambios en la  secuencia de nucleótidos del gen CP (<a href="#fig3">Figura 3</a>). Sin embargo, los niveles de  identidad encontrados entre las cepas de PVV aquí detectadas y aquellas cuyas  secuencias se encuentran depositadas en GenBank fueron inferiores al 90 %, lo  que debe ser considerado en estudios futuros que aborden la diversidad genética  mundial de este virus. Dado que este es el primer reporte formal del PVV en  Colombia, de gran interés resultará evaluar la presencia de este virus en tejido  foliar no sólo de <i>S. phureja</i>, sino en las diferentes variedades de <i>S.  tuberosum</i> subsp. andigena cultivadas en Colombia, así como determinar su  posible impacto económico sobre la producción de papa en las diferentes regiones  cultivadoras del país.</span></p>     <p align="center"> <a name="fig3"> <img border="0" src="/img/fbpe/ba/v26n2/art03fig3.gif" width="542" height="459"></a></p>     
<p align="justify"><b> <span lang="ES" style="font-size: 10.0pt; font-family: Verdana">PLRV. </span> </b><span lang="ES" style="font-size: 10.0pt"><font face="Verdana">PLVR es la  especie tipo del género <i>Polerovirus</i> (<i>Luteoviridae</i>) y se  caracteriza por presentar partículas icosahédricas de 24 nm y un genoma de ARNss+con  cerca de 5900 nt, cuyo extremo 5’ se encuentra asociado a VPg (Taliansky et al.,  2003). Este virus está restringido al floema de las plantas y es transmitido de  forma persistente no propagativa por áfidos de las especies <i>Myzus persicae </i>y</font></span><i><font face="Verdana"><span lang="ES" style="font-size: 10.0pt"> </span></font> <span lang="ES" style="font-size: 10.0pt; font-family: Times New Roman"> <span class="apple-style-span"><span style="color: black"><font face="Verdana"> Macrosiphum euphorbiae </font></span></span></span></i> <span lang="ES" style="font-size: 10.0pt; font-family: Times New Roman"> <span class="apple-style-span"><span style="color: black"><font face="Verdana">(</font></span></span></span><font face="Verdana"><span lang="ES" style="font-size: 10.0pt">Guyader  y Ducray, 2002). Los síntomas que induce incluyen enanismos, enrollamiento de  hojas, amarillamientos y reducciones en el rendimiento de hasta un 90 % (Kerlan,  2008). PLRV ha sido uno de los virus más estudiados y prevalentes en el cultivo  de la papa a nivel mundial, así como uno de los que probablemente causan mayores  daños (Taliansky et al., 2003; Plchova et al., 2009). El nivel de variación  encontrado en las secuencias de aislamientos de PLRV de diferentes orígenes  geográficos es muy bajo (Guyader y Ducray, 2002; Plchova et al., 2009),  situación que nuevamente se repitió en este trabajo, pues al analizar las  secuencias obtenidas de la región que codifica para CP se encontró que éstas  compartían más del 99 % de identidad con respecto a secuencias reportadas para  otras cepas de PLRV obtenidas en <i>S. tuberosum</i> en Colombia (Gil et al.,  2011) y otros países del mundo (Guyader y Ducray, 2002; Plchlova et al., 2009).  Sin embargo a pesar de esto, resultó muy llamativo el hecho que el análisis de  pirosecuenciación permitió identificar 17 posiciones variables, seis de las </span></font><span lang="ES-MX"><font size="2" face="Verdana">cuales  representan cambios en la secuencia de aminoácidos de CP (<a href="#fig4">Figura 4</a>), lo cual  puede indicar que los niveles de variación entre cepas de este virus está  subestimada y podría ser mejor abordada a partir del uso de herramientas NGS.</font></span></p>     <p align="center"> <a name="fig4"> <img border="0" src="/img/fbpe/ba/v26n2/art03fig4.gif" width="549" height="477"></a></p>     
<p style="text-indent: 0cm" align="justify"><span lang="ES-MX"> <font size="2" face="Verdana">Se espera que los resultados de esta investigación  incentiven la utilización de sistemas NGS para profundizar en análisis de  viromas en diferentes cultivos de importancia económica en Colombia y otros  países latinoamericanos, de manera que se cierre la brecha de conocimiento que  actualmente se posee sobre la diversidad de virus que afectan a cultivos como la  papa. Esta información será un insumo importante a ser considerado en los  programas de certificación de tubérculo-semilla, manejo cultural y mejoramiento  genético por resistencia a virus.</font></span></p>     <p><b><font face="Verdana" size="2"><span lang="ES-MX">CONCLUSIONES</span></font></b><font face="Verdana" size="2"><span lang="ES-MX">&nbsp;</span></font></p>     <p><font face="Verdana" size="2"><span lang="ES-MX">En este estudio, utilizando  la técnica de pirosecuenciación de ADNc procedente de ARN total de raíces de una  planta de S. phureja cultivar Criolla Colombia, de una región cultivadora de  papa del departamento de Antioquia (Colombia), se detectó la coinfección de tres  virus de ARN (PVS, PVV y PLRV) en dichos tejidos, siendo este el primer registro  formal de PVV en Colombia.</span></font></p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p><font face="Verdana" size="2"><span lang="ES-MX">El análisis bioinformático  de los reads generados en la pirosecuenciación, permitió identificar diferentes  variantes genómicas para los tres virus encontrados, lo que debe ser considerado  al momento de diseñar cebadores o sondas para la detección de dichas especies  virales. En adición algunos de los polimorfismos identificados en el gen CP de  estos virus, conducen a cambios en la secuencia de aminoácidos de la proteína  resultante, lo cual podría representar diferencias biológicas entre las  variantes de dichos virus y por tanto debería ser abordado en estudios  fitopatológicos futuros.</span></font></p>     <p><b><font face="Verdana" size="2"><span lang="ES-MX">AGRADECIMIENTO</span></font></b></p> <span lang="ES" style="font-size: 10.0pt; font-family: Verdana">Este trabajo fue  financiado por la Vicerrectoría de Investigaciones de la Universidad Nacional de  Colombia y por el Centro Nacional de Secuenciación Genómica (CNSG) de la  Universidad de Antioquia.</span>    <!-- ref --><p><b><font face="Verdana" size="2"> <span lang="ES-MX">Literatura citada</span></font></b>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=693792&pid=S1316-3361201400020000300001&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --> </font></span>     <!-- ref --><p><span lang="ES-MX"><font face="Verdana" size="2">2.</font><span style="font-style: normal; font-variant: normal; font-weight: normal; font-family: Verdana"><font size="2">&nbsp;</font></span><font face="Verdana"><font size="2">Chomczynski,  P. y N. Sacchi. </font></font></span><font face="Verdana"><font size="2"> <span lang="EN-GB">1987. Single-step method of RNA isolation by acid guanidinium  thiocyanate-phenol-chloroform extraction. </span></font><span lang="ES-MX"> <font size="2">Analytical Biochemistry 162: 156-159.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=693794&pid=S1316-3361201400020000300002&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></span></font></p>     <!-- ref --><p><span lang="ES-MX"><font face="Verdana" size="2">3.</font><span style="font-style: normal; font-variant: normal; font-weight: normal; font-family: Verdana"><font size="2">&nbsp;</font></span><font face="Verdana"><font size="2">Coetzee,  B., M.J. Freeborough, H.J. Maree, J.M. Celton, D.J. Rees y J.T. Burger. </font> </font></span><font face="Verdana"><font size="2"><span lang="EN-GB">2010. Deep  sequencing analysis of viruses infecting grapevines: Virome of a vineyard. </span></font><span lang="ES-MX"><font size="2">Virology 400: 157-163.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=693796&pid=S1316-3361201400020000300003&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></span></font></p>     <!-- ref --><p><span lang="ES-MX"><font face="Verdana" size="2">4.</font><span style="font-style: normal; font-variant: normal; font-weight: normal; font-family: Verdana"><font size="2">&nbsp;</font></span><font face="Verdana"><font size="2">Conesa,  A., S. Gotz, J.M. García-Gómez, J. Terol, M. Talón y M. Robles. </font></font> </span><font face="Verdana"><font size="2"><span lang="EN-GB">2005. Blast2GO: a  universal tool for annotation, visualization and analysis in functional genomics  research. </span></font><span lang="ES-MX"><font size="2">Bioinformatics 21:  3674-3676.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=693798&pid=S1316-3361201400020000300004&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></span></font></p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<!-- ref --><p><span lang="ES-MX"><font face="Verdana" size="2">5.</font><span style="font-style: normal; font-variant: normal; font-weight: normal; font-family: Verdana"><font size="2">&nbsp;</font></span></span><font face="Verdana" size="2"><span lang="EN-GB">Milne,  I., M. Bayer, L. Cardle, P. Shaw, G. Stephen, F. Wright y D. Marshall. </span> <span lang="ES-MX">2010. Tablet-Next generation sequence assembly visualization.  Bioinformatics 26: 401-402.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=693800&pid=S1316-3361201400020000300005&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></span></font></p>     <!-- ref --><p><span lang="ES-MX"><font face="Verdana" size="2">6.</font><span style="font-style: normal; font-variant: normal; font-weight: normal; font-family: Verdana"><font size="2">&nbsp;</font></span><font face="Verdana"><font size="2">Cox,  B.A. y R.A. Jones. </font></font></span><font face="Verdana"><font size="2"> <span lang="EN-GB">2010. Genetic variability in the coat protein gene of Potato  virus S isolates and distinguishing its biologically distinct strains. </span> </font><span lang="ES-MX"><font size="2">Archives of Virology 155: 1163-1169.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=693802&pid=S1316-3361201400020000300006&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></span></font></p>     <!-- ref --><p><span lang="ES-MX"><font face="Verdana" size="2">7.</font><span style="font-style: normal; font-variant: normal; font-weight: normal; font-family: Verdana"><font size="2">&nbsp;</font></span><font face="Verdana" size="2">Franco,  L., C.A. Soto y M. Guzmán. 2009. Detección de los virus PVX, PVS, PVY y PLRV en  la Colección Central Colombiana de papa por medio de la técnica de  inmunoimpresión (IMI). Revista Facultad de Ciencias Básicas 5: 130-139.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=693804&pid=S1316-3361201400020000300007&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></span></p>     <!-- ref --><p><span lang="EN-GB"><font face="Verdana" size="2">8.</font><span style="font-style: normal; font-variant: normal; font-weight: normal; font-family: Verdana"><font size="2">&nbsp;</font></span><font face="Verdana" size="2">Edgar,  R.C. 2004. Muscle: multiple sequence alignment with high accuracy and high  throughput. Nucleic Acids Research 32(5): 1792-1797.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=693806&pid=S1316-3361201400020000300008&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></span></p>     <!-- ref --><p><span lang="ES-MX"><font face="Verdana" size="2">9.</font><span style="font-style: normal; font-variant: normal; font-weight: normal; font-family: Verdana"><font size="2">&nbsp;</font></span><font face="Verdana" size="2">Gil,  J.F., J.M. Cotes y M. Marín. 2011. Incidencia y caracterización molecular del  Potato leafroll virus (PLRV) en las principales regiones productoras de papa de  Colombia. Fitosanidad 15: 17-24.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=693808&pid=S1316-3361201400020000300009&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --></font></span>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=693809&pid=S1316-3361201400020000300010&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></span>    <!-- ref --><p><span lang="ES-MX"><font face="Verdana" size="2">11.</font><span style="font-style: normal; font-variant: normal; font-weight: normal; font-family: Verdana"><font size="2">&nbsp;</font></span><font face="Verdana" size="2">Gil,  J.F., J.M. Cotes y M. Marín. 2013. Detección serológica y caracterización  molecular de Potato virus S (PVS, Carlavirus) en cultivos de papa de Colombia.  Revista de Biología Tropical 61(2): 565-575.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=693811&pid=S1316-3361201400020000300011&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></span></p>     <!-- ref --><p style="margin-bottom: 4.0pt"><span lang="ES-MX"> <font face="Verdana" size="2">12. </font><font face="Verdana" size="2">Gutiérrez  P.A., J.F. Alzate y M. Marín. 2012. Pirosecuenciación del genoma de una cepa  andina de Potato virus S (PVS, Carlavirus) infectando Solanum phureja (Solanaceae)  en Colombia. Revista Facultad de Ciencias Básicas 8(1): 84-93.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=693813&pid=S1316-3361201400020000300012&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></span></p>     <!-- ref --><p style="margin-bottom: 4.0pt"><span lang="es-mx"> <font face="Verdana" size="2">13. </font></span><span lang="ES-MX"> <font face="Verdana" size="2">Gutiérrez P.A., J.F. Alzate y M. Marín. </font> </span><font face="Verdana"><font size="2"><span lang="EN-GB">2013.&nbsp; Complete  genome sequence of a novel Potato virus S strain infecting Solanum phureja in  Colombia. </span></font><span lang="ES-MX"><font size="2">Archives of Virology  158: 2205-2208.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=693815&pid=S1316-3361201400020000300013&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></span></font></p>     <!-- ref --><p style="margin-bottom: 4.0pt"><span lang="ES-MX"> <font face="Verdana" size="2">14.</font><span style="font-style: normal; font-variant: normal; font-weight: normal; font-family: Verdana"><font size="2"> </font></span><font face="Verdana"><font size="2">Guyader, S. y D.G. Ducray. </font></font></span><font face="Verdana"><font size="2"><span lang="EN-GB"> 2002. 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Agronomía Colombiana 27(3): 289-303.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=693848&pid=S1316-3361201400020000300029&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --> </font></span></p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p><span lang="ES-MX"><font face="Verdana" size="2">33. Salazar, L.F. 1996. Los  virus de la papa y su control. Centro Internacional de la Papa (CIP).Lima. 214  p.</font></span></p>     <p><span lang="EN-GB"><font face="Verdana" size="2">34. Salazar, L.F. 2003.  Potato viruses after the XXth &nbsp;century: &nbsp;effects, &nbsp;dissemination &nbsp;and <span style="letter-spacing:-.2pt">their control <a href="http://www.crawfordfund.org/assets/files/awards"> http://www.crawfordfund.org/assets/</a></span><a href="http://www.crawfordfund.org/assets/files/awards">files/awards</a>  (consulta del 03/10/2013). </font></span></p>     <!-- ref --><p><font face="Verdana" size="2"><span lang="es-mx">35. </span> <span lang="EN-GB">Spetz, C., A.M. Taboada, S. Darwich, J. Ramsell, L.F. Salazar  y J.P. Valkonen. 2003. Molecular resolution of a complex of potyviruses  infecting solanaceous crops at the centre of origin in Peru. </span> <span lang="ES-MX">Journal of General Virology 84: 2565-2578.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=693852&pid=S1316-3361201400020000300030&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></span></font></p>     <!-- ref --><p><span lang="ES-MX"><font face="Verdana" size="2">36. </font> <font face="Verdana"><font size="2">Taliansky, M., M.A. Mayo y H. Barker. </font> </font></span><font face="Verdana"><font size="2"><span lang="EN-GB">2003.  Potato leafroll virus: a classic pathogen shows new tricks. </span></font> <span lang="ES-MX"><font size="2">Molecular Plant Pathology 4: 81-89.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=693854&pid=S1316-3361201400020000300031&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></font></span></font></p>     <!-- ref --><p><span lang="ES-MX"><font face="Verdana" size="2">37.</font><span style="font-family: Verdana"><font size="2"> </font></span></span><font face="Verdana" size="2"><span lang="EN-GB">Tamura,  K., D. Peterson, N. Peterson, G. Stecher, M. Nei y S. Kumar. 2011. MEGA5:  Molecular evolutionary genetics analysis using maximum likelihood, evolutionary  distance, and maximum parsimony methods. </span><span lang="ES-MX">Molecular  Biology and Evolution 28: 2731-2739.    &nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=693856&pid=S1316-3361201400020000300032&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --></span></font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=693857&pid=S1316-3361201400020000300033&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --></span>     ]]></body>
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