Ernesto Pérez-Torres¹, Alexander Bernal-Cabrera², Pausides Milanés-Virelles¹, Yurisandra Sierra-Reyes¹, Michel Leiva-Mora³, Soraya Marín-Guerra² y Odalys Monteagudo-Hernández²

¹ Dpto. de Agronomía, Facultad de Ciencias Agropecuarias, Universidad de Camagüey "Ignacio Agramonte Loynaz". Camagüey. Cuba. CP: 74650. e-mail: ernesto.perez@reduc.edu.cu, pausides.milanes@reduc.edu.cu, yurizandra.sierra@reduc.edu.cu

² Dpto. de Agronomía, Facultad de Ciencias Agropecuarias, Universidad Central “Martha Abreu” de Las Villas. Villa Clara. Cuba. CP: 78600. e-mail: alexanderbc@uclv.edu.cu, sorayamg@uclv.edu.cu, odalysmh@uclv.edu.cu

³ Instituto de Biotecnología de Las Plantas, Universidad Central "Martha Abreu" de Las Villas. Villa Clara. Cuba. CP: 78600. e-mail: michellm@ibp.co.cu

RESUMEN

Debido a resultados obtenidos con los mecanismos de acción de competencia, micoparasitismo y antibiosis de Trichoderma harzianum Rifai (cepa A-34), así como la demostrada actividad de filtrados del cultivo de este antagonista sobre los agentes causales de las enfermedades mancha parda (Bipolaris oryzae), pudrición de la vaina (Sarocladium oryzae) y tizón del arroz (Pyricularia grisea), el objetivo de este trabajo fue evaluar en condiciones semicontroladas la eficiencia del antagonista y sus filtrados de cultivo como alternativa de control de estas enfermedades fúngicas foliares del arroz. La investigación se desarrolló en la casa de cultivo del Instituto de Biotecnología de las Plantas (IBP), perteneciente a la Universidad Central “Marta Abreu” de Las Villas en la provincia de Villa Clara, Cuba, en el periodo de mayo a septiembre de 2012. Se estudiaron nueve tratamientos, tres concentraciones del agente de control biológico, cuatro diluciones de filtrados de cultivo, un control relativo (Azoxistrobina) y un control absoluto. Se determinó la eficiencia y la variable epifitiológica de área bajo la curva del progreso de cada enfermedad (ABCPE). Como variedad de arroz se utilizó Perla de Cuba. Los experimentos afirmaron que el antagonista y sus filtrados de cultivo ejercieron un control sobre las enfermedades fúngicas del arroz antes mencionadas, con niveles de eficiencia entre 70 y 90 %; además, se logró una disminución superior al 67,5 % del ABCPE, con la aplicación de las alternativas de control biológico.

Palabras clave adicionales: Antagonista, Bipolaris oryzae, Sarocladium oryzae, Oriza sativa, Pyricularia grisea

Efficiency of Trichoderma harzianum (strain A-34) and its culture filtrates on control of three rice fungal aerial diseases

ABSTRACT

Additional key words: Antagonist, Bipolaris oryzae, Sarocladium oryzae, Oriza sativa, Pyricularia grisea

Recibido: Abril 5, 2017 Aceptado: Noviembre 20, 2017

INTRODUCCIÓN

Las pérdidas del rendimiento en el arroz por la incidencia de plagas desempeñan un papel determinante en las restricciones productivas de este cultivo. Dentro de este amplio grupo de agentes nocivos, las enfermedades fúngicas como la mancha parda y el tizón del arroz, ocasionadas por los hongos Bipolaris oryzae (Breda de Hann) Shoemaker y Pyricularia grisea Sacc, son consideradas de importancia económica a nivel mundial y para Cuba, al reducir los rendimientos entre un 25,0 % y 90,0 %, respectivamente (Cristo et al., 2012; Archana y Prakash, 2013). Autores como Rivero et al. (2012) consideraron que Sarocladium oryzae (Sawada) W. Gams & D. Hawksw, agente causal de la pudrición de la vaina del arroz, es una de las enfermedades más importantes que atacan al cultivo en el mundo, con reducciones del rendimiento en más de un 20,0 %, corroborado en países como China, Corea, Filipinas, India y más reciente en Colombia, República Dominicana y Panamá.

Una vía para atenuar las afectaciones de hongos fitopatógenos es la utilización de alternativas ecológicas como medidas culturales, etológicas y el uso de microorganismos antagonistas como agentes de biocontrol. Entre estos se encuentran las especies del género Trichoderma Persoon ex Gray (Astorga et al., 2014), en el que su uso en la agricultura se debe a mecanismos de acción como competencia, micoparasitismo (Awad et al., 2018), antibiosis (Nawrocka et al., 2018) y la producción de compuestos volátiles que reducen la infección de agentes causales de enfermedades en plantas (Osorio et al., 2016).

La aplicación de Trichoderma en el arroz ha sido poco estudiada. En la última década se han obtenido resultados satisfactorios en el control de B. oryzae, S. oryzae y P. grisea (Martínez et al., 2014; Pérez et al., 2017). Todos ellos mediante la interacción in vitro entre estos hongos fitopatógenos del arroz y especies de Trichoderma. Sin embargo, a pesar de la existencia de literatura científica sobre la aplicación de este agente de control biológico en el cultivo de arroz contra P. grisea (Núñez y Pavone, 2014), son escasos los antecedentes científicos que hacen referencia a su uso in vivo como microorganismo antagonista y a la acción de sus filtrados de cultivo contra los agentes causales de la mancha parda, pudrición de la vaina y tizón del arroz. Por estas razones se propone evaluar la eficiencia de T. harzianum y sus filtrados de cultivo como alternativa de control de las enfermedades fúngicas foliares del arroz mancha parda, pudrición de la vaina y tizón del arroz.

MATERIALES Y MÉTODOS

La investigación se desarrolló en la casa de cultivo del Instituto de Biotecnología de las Plantas (IBP), perteneciente a la Universidad Central Marta Abreu” de Las Villas, provincia Villa Clara, Cuba, en el periodo de mayo a septiembre de 2012. Se utilizaron como unidad experimental bolsas de polietileno con 5 kg de suelo esterilizado durante 30 min a 121 °C en una autoclave. La fertilización se realizó según MINAGRI (2008) a razón de 1200 kg∙ha^-1 de nitrógeno, 34 kg∙ha^-1 de fósforo y potasio y 4 kg∙ha^-1 de cinc asimilable, a partir de urea, superfosfato triple cloruro de potasio y sulfato de cinc.

La siembra se efectuó de forma directa a razón de tres semillas por bolsa de la variedad Perla de Cuba, variedad susceptible a los tres agentes fitopatógenos, con categoría Certificada II provenientes del Complejo Agroindustrial de Granos “Ruta Invasora” del municipio Vertientes, provincia Camagüey, Cuba. Las semillas empleadas tuvieron un poder germinativo de 95 %, y fueron desinfectadas con hipoclorito de sodio al 1 % y lavadas con agua destilada estéril durante tres min.

Para cada agente fitopatógeno se realizó un experimento completamente aleatorizado con nueve tratamientos y cuatro réplicas, los que incluyeron la aplicación del agente de control biológico T. harzianum (cepa A-34) y sus filtrados de cultivo a diferentes diluciones, un control relativo en el que se empleó el fungicida Amistar 250 SC (Azoxistrobina) de Syngenta y un control absoluto (Cuadro 1).

La producción del antagonista se realizó en bandejas de acero inoxidable (0,30 m x 0,40 m) y se utilizó como sustrato cabecilla de arroz previamente esterilizada en autoclave a 121 °C durante 30 min según metodología descrita por Márquez et al. (2010). El inóculo provino de placas Petri de 168 h en medio de cultivo papa-dextrosa-agar (PDA)-Biocen bajo oscuridad. El biopreparado se incubó a una temperatura de 28 ± 1 °C durante 15 d para luego determinar la concentración de los conidios.

Para la producción de filtrados de cultivo de T. harzianum se utilizaron matraces estériles de 250 mL en los que se vertieron 100 mL del medio de cultivo líquido Czapek compuesto por 0,5 g de cloruro de potasio (KCl), 0,02 g de sulfato de hierro heptahidratado (FeSO₄.7H₂O), 30 g de sacarosa, 10 g de nitrato de potasio (KNO₃), 5,0 g de dihidrógeno fosfato de potasio (KH₂PO₄), 2,5 g de sulfato de magnesio heptahidratado (MgSO₄. 7H₂O) en 1000 mL de agua destilada estéril, a un pH de 5,5 con la utilización de NaOH y HCl 0,1 M. En cada frasco se inoculó un disco de 10 mm de diámetro de cultivos de 72 h de crecimiento micelial de T. harzianum y se sometió a un proceso de incubación en oscuridad durante 20 d a 28 ± 1 °C en agitación, empleando un vibrador orbital con una aceleración de 120 g.

La esterilización se realizó mediante filtración al vacío, para ello se utilizó papel de filtro Whatman # 1 en embudos de porcelana, los que se acoplaron a quitasatos y a una bomba de vacío. El resultado final del filtrado se centrifugó con una aceleración de 16000 g durante 30 min a 28 °C; se desecharon las estructuras del hongo y se utilizó el sobrenadante. El fluido fue filtrado con el empleo de filtros milipore a través de membranas de 0,22 µm en un flujo laminar de tipo vertical. Posteriormente, los filtrados fueron refrigerados a 4 °C y su aplicación se realizó una semana después empleando diluciones de 25, 50, 75 y 100 % (filtrado sin diluir).

El inóculo de los tres agentes fitopatógenos provino de placas Petri con medio de cultivo PDA-Biocen incubados a 28 ± 1 °C en oscuridad, excepto P. grisea que se sometió a alternancia de luz - oscuridad cada 12 h. El agente patógeno B. oryzae procedió de placas Petri de 15 d de incubación y se inocularon micelios y conidios a los 35 ddg el cultivo a una suspensión de 4,5 x 10⁸ ufc m∙L^-1. Las placas Petri con S. oryzae se incubaron por 14 d y se aplicaron sus estructuras infectivas (micelios y conidios) en la etapa fisiológica de cambio de primordio o diferenciación de la panícula (60-65 ddg) con una suspensión de 3,5 x 10⁸ ufc∙mL^-1. El hongo P. grisea se inoculó a los 25 ddg en el arroz, proveniente de placas Petri con 15 d de incubación y se aplicó a una concentración de 4,5 x 10⁸ ufc∙mL^-1.

La inoculación de cada agente fitopatógeno se realizó por separado con un micropulverizador manual por la superficie adaxial y abaxial de las hojas a razón de 30 mL por planta de las suspensiones antes descritas. Luego el material vegetal se cubrió con bolsas de polietileno transparente durante 72 h para asegurar una alta humedad relativa (cercana al 100 %) y facilitar el proceso de infección. Las plantas se mantuvieron en las condiciones anteriormente descritas, con temperatura media de 27,5 °C y humedad relativa media de 82 %.

Transcurridas 72 h después de la inoculación de cada hongo fitopatógeno y una vez retiradas las bolsas de polietileno transparente, el antagonista y sus filtrados de cultivo se aplicaron tres veces cada 10 d. Los tratamientos al arroz con Azoxistrobina se realizaron en las etapas fisiológicas de cambio de primordio e inicio de paniculación, cuando el índice de infección de cada agente patógeno sobrepasó al 5 % del área foliar afectada, según lo recomendado por Pérez et al. (2009).

En cada experimento, según el hongo fitopatógeno en estudio, se muestrearon previo al momento de la aplicación de los tratamientos y con una frecuencia de 10 d, diez hojas por planta (tres plantas) de manera aleatoria para un total de treinta hojas por cada réplica. Para evaluar en cada muestreo el área foliar afectada (AFA) por la mancha parda, pudrición de la vaina y del tizón del arroz, se utilizaron las escalas del Sistema Estándar de Evaluaciones para Arroz propuesto por el International Rice Research Institute (IRRI, 1996).

E = (Cd – Td /Cd) *100

donde: E = eficacia (eficiencia) de la aplicación,  Cd = infección en la parcela testigo después del tratamiento  y Td = infección en la parcela tratada después del tratamiento.

El área bajo la curva del progreso de la enfermedad (ABCPE) se calculó por la fórmula de Shaner y Finney:

donde y_i = expresa el índice de infección de cada enfermedad por muestreo, t_i = tiempo (días) de la observación y n = número total de observaciones. Se utilizaron los datos obtenidos en el primero y en los dos últimos muestreos realizados a las plantas infectadas por los hongos fitopatógenos; en B. oryzae se utilizaron los datos obtenidos en los muestreos de los 45, 85 y 95 ddg, para S. oryzae las evaluaciones realizadas a los 75, 85 y 95 ddg y para P. grisea a los 35, 85 y 95 ddg el cultivo.

Los datos de los porcentajes de eficiencia y de infección de cada enfermedad se transformaron mediante una expresión angular según Lerch (1977) y se procesaron a través de un análisis de varianza y prueba de medias de Tukey. Para cada análisis se comprobaron los supuestos de distribución normal y homogeneidad de varianza. Los datos de ABCPE se analizaron estadísticamente mediante la prueba no paramétrica de Kruskal-Wallis. En todos los análisis se utilizó con el paquete estadístico SPSS versión 15.0.

Resultados

El Cuadro 2 hace referencia a la eficiencia de T. harzianum en el control de las enfermedades. En el caso de la mancha parda del arroz, se aprecia que no existieron diferencias significativas entre los porcentajes de eficiencia de los tratamientos con las concentraciones de 10¹⁰, 10¹¹, Azoxistrobina, y los filtrados de cultivo al 75 % y 100 %, con valores que oscilan entre 91,3 % a 94,5 %, siendo este último para el fungicida. La concentración más baja (10⁹) y los filtrados al 25 % y 50 % resultaron inferiores (P≤0,05) al resto de los tratamientos al mostrar valores de eficiencia de 81, 4 %, 82,8 % y 81,7 % respectivamente. En todas las variantes donde se utilizó alternativas de control biológico de T. harzianum (biopreparado y sus filtrados) se alcanzó un control por encima del 80 % de eficiencia, resultados alentadores para un hongo antagonista.

Los tratamientos con los filtrados de cultivo al 25 % y las concentraciones de 10⁹ y 10¹⁰ del agente de biocontrol alcanzaron los valores más discretos de eficiencia, aunque esta última concentración no mostró diferencias significativas con el filtrado diluido al 75 y 50 %. Estas alternativas de control muestran eficiencias entre 60,0 y 77,7 %, valores que se consideran aceptables para este método de control biológico de enfermedades. Esto representa que los mecanismos de acción de T. harzianum, lograron in vivo reducir las afectaciones de esta enfermedad fúngica del arroz.

En el control del agente causal del tizón del arroz Pyricularia grisea Sacc, el efecto de los tratamientos mantuvo la tendencia observada en las enfermedades mancha parda y pudrición de la vaina, donde el fungicida Azoxistrobina obtuvo el valor más elevado de eficiencia (98,0 %) con diferencias sobre el resto de las variantes estudiadas. En este caso, solo existió significación estadística entre la concentración más baja de 10⁹ con el valor más discreto de eficiencia de 63,0 % con relación a 10¹¹ (81,9 %) y a los filtrados más puros de 75 % y 100 % con valores de 76,9 % y 83,7 %, respectivamente.

Se lograron eficiencias para P. grisea entre 63,0 y 81,3 % con la aplicación del hongo antagonista y entre 70,7 % y 83,2 % con los filtrados de cultivo, lo que evidenció que estas alternativas biológicas de control permitieron reducir las afectaciones de esta enfermedad fúngica, considerada la más devastadora tanto en Cuba como a nivel mundial. Aspecto que es necesario resaltar si se tiene en cuenta la alta virulencia del aislado inoculado y a la susceptibilidad que presenta la variedad de arroz utilizada en la investigación.

Durante la conducción de los experimentos se registraron temperaturas por encima de 28 °C y humedad relativa superiores al 80,0 %, lo que favoreció la germinación de los conidios del antagonista y el proceso de infección de los agentes fitopatógenos.

Los resultados obtenidos in vitro por T. harzianum (cepa A-34) a través de los mecanismos de acción de competencia, antibiosis y micoparasitismo (enrollamiento, penetración, lisis y vacuolización) en la interacción con los agentes patógenos B. oryzae, S. oryzae y P. grisea (Pérez et al., 2013b; Pérez et al., 2017) permite inferir que este antagonista es capaz de ejercer en la planta de arroz el control de las enfermedades en condiciones semicontroladas.

La aplicación de los filtrados de cultivo de T. harzianum logró reducir el índice de infección de las enfermedades, lo que trajo consigo el incremento de la eficiencia a medida que transcurrió el tiempo de permanencia de estos en las plantas de arroz. El efecto inhibidor del crecimiento micelial, esporulación e inhibición de la germinación conidial de estos agentes patógenos obtenidos en condiciones in vitro por los metabolitos de T. harzianum (Pérez, 2016), pudo lograr en la planta una reducción de los daños causados por estos hongos.

Bajo estas condiciones, se lograron valores de eficiencia que oscilan entre el 60,0 % y 93,2 %; los que se consideran alentadores si se tiene en cuenta que se han obtenido por la aplicación de T. harzianum como alternativa de control de estas tres enfermedades. Dado la alta carga infectiva (10⁸ ufc mL^-1) de los agentes patógenos inoculados y la temperatura y humedad relativa que favorecieron la infección.

En relación a los resultados obtenidos con la variable epifitiológica Área Bajo la Curva del Progreso de la Enfermedad (ABCPE) (Cuadro 3), el tratamiento de Azoxistrobina mostró los valores más bajos, al presentar diferencias significativas con el resto de las variantes en las enfermedades pudrición de la vaina y tizón del arroz. Sin embargo, en la mancha parda, el fungicida no expresa significación con el filtrado de cultivo de T. harzianum al 100 %. Este último tratamiento, no difirió con la dilución al 75,0 %, que a su vez no presentó significación con el tratamiento de 10¹¹ conidios mL^-1 y si con las restantes alternativas de control.

DISCUSIÓN

Los resultados obtenidos manifiestan una marcada acción antagónica de T. harzianum que se evidenció a través del control de las enfermedades fúngicas del arroz, con porcentajes de eficiencia superiores al 60 %, valores que se incrementaron a medida que los filtrados de cultivo estuvieron menos diluidos y las concentraciones del biopreparado se hicieron mayores.  Los antecedentes de interacción antagónica de la cepa A-34 con los hongos patógenos del arroz estudiados en la investigación provienen de la década del 2000 (Alarcón et al. 2005; Reyes et al. 2007), con la obtención de un mejor control con este aislamiento de T. harzianum que con A-53.  Posteriormente se realizaron investigaciones (Pérez et al. 2013b; 2017; Rodríguez et al. 2016) sobre la actividad antagónica de T. harzianum (A-34) a través de sus mecanismos de acción, en los que se lograron porcentajes de inhibición del crecimiento de los micelios de los agentes causales entre 64 y 100 %, con reducción en el desarrollo de las hifas a las 24 h lo que evidenció la presencia de metabolitos volátiles y no volátiles. Además, se observaron los eventos de micoparasitismo por enrollamiento, penetración, vacuolización y lisis.

Otros resultados con esta cepa se han alcanzado en la producción de filtrados de cultivo (Pérez et al. 2013a; Pérez et al. 2015) que han inhibido el crecimiento de los micelios, la germinación de los conidios y la esporulación de B. oryzae, S. oryzae y P. grisea in vitro, estructuras vegetativas y reproductivas que propician la infección de estos hongos. Khalili et al. (2012) demostraron la capacidad de T. harzianum para controlar in vitro e in vivo a B. oryza, y Núñez y Pavone (2014) lograron el control de P. grisea utilizando filtrados del antagonista. Todo esto permite inferir que T. harzianum ejerce diferentes mecanismos de acción que propician el control de las enfermedades mancha parda, pudrición de la vaina y tizón del arroz.

En los últimos diez años, se han utilizado especies de Trichoderma no solo para el control de hongos patógenos que habitan en el suelo, sino que se ha incursionado en su aplicación contra agentes causales de enfermedades foliares, con la obtención de una eficiencia del 80 % ante Mycosphaerella fijiensis Morelet, al aplicar en parcelas de Musa spp. cepas de Trichoderma harzianum Rifai (Castro et al., 2015).  También se ha informado en el control de Helminthosporium solani Dur. & Mont, agente causal de la mancha plateada en Solaunum tuberosum L. (Mamani et al., 2012). En una investigación reciente (Rodríguez y Flores, 2018), se encontró en pruebas de enfrentamiento que dos aislamientos de T. harzianum fueron efectivos en inhibir el crecimiento y esporulación de Fusarium verticillioides.

En el cultivo de la cebada, especie también perteneciente a la familia Poaceae, se obtuvo un efecto fungistático sobre Bipolaris sorokiniana (Sacc. in Sorok.) Shoemaker por la aplicación de sustancias elicitoras de Trichoderma (Ondráčkova et al, 2013) y en el cultivo de Musa spp. se alcanzaron valores superiores al 90,0 % de reducción de Ralstonia solanacearum (Smith), agente causal de la enfermedad moko de plátano, con dos cepas de Trichoderma spp. y los filtrados al 40,0 % (Ceballos et al., 2014).

Existe una tendencia al estudio de hongos endofíticos o microorganismos mutualistas en tejidos de la rizosfera y filosfera de las plantas, con capacidad para producir un grupo de sustancias que provocan resistencia contra patógenos de plantas, con énfasis en la estrecha interacción planta-antagonista-patógeno. Estos estudios se obtienen con el efecto de Trichoderma spp. aislado de plantas de plátano y banano (Musa spp.) en el control de Rodopholus similis (Cobb) Thorn (Vargas et al., 2015) y en plátano como inductores de resistencia para el control de Sigatoka negra, con un alto porcentaje de colonización de especies de Trichoderma en el cormo, pseudotallo y en las hojas de las plantas (Castro, 2015).

En estudios realizados sobre la interacción Trichoderma - Allium cepa - Sclerotium rolfsii, la aplicación del antagonista favoreció la producción en los bulbos de cebolla, de las enzimas ascorbato peroxidasa, catalasa y fenilalanina amonio-liasa, al provocar cambios en el metabolismo del agente patógeno y a la vez, estimuló en los órganos de la planta (bulbos) la producción de compuestos con marcado efecto antifúngico como flavonoides y fenoles (Peñaloza, 2014). Este fenómeno descrito anteriormente, pudiera favorecer las reducciones de la intensidad de ataque de los hongos fitopatógenos del arroz estudiados en condiciones semicontroladas, aspectos que deben ser profundizados en futuras investigaciones.

El estudio de variables epifitiológicas como el ABCPE permite evaluar la dinámica de enfermedades bajo la influencia de diferentes métodos de control. Se ha encontrado en la literatura efectos positivos de aislamientos de T. asperellum combinado con fertilización a base de silicio que lograron disminuir las afectaciones del tizón de la hoja del arroz (Magnaporthe oryzae Cavara) en invernadero (de Souza et al. 2015). Trichoderma también se ha utilizado en el control de Moniliophthora roreri Cif & Par en cacao, con reducción del área bajo la curva de esta enfermedad por la aplicación de cepas comerciales y nativas de especies de este agente de biocontrol (Villamil et al, 2015). En el cultivo del plátano Musa spp. se ha informado el uso de microorganismos antagonistas del género Trichoderma en el control de hongos foliares (Castro, 2015).

Otros autores hacen referencia a la utilización de esta variable en el efecto de la aplicación de material compostado de estiércol bovino, enmienda mineral y cascarilla de arroz aplicados de manera combinada y ricos en microorganismos celulolíticos, Trichiderma spp. y Pseudomonas spp. en el comportamiento de la marchitez del aguacate (Persea americana Mill.) cuyo agente causal más importante es Phytophthora cinnamomi Rands, con resultados alentadores en el descenso del ABCPE de esta enfermedad (Ramírez et al., 2013).

En lo referente al control biológico, el antagonista Trichoderma harzianum (cepa A-34) y sus filtrados de cultivo lograron eficiencias entre 60 % y 93,2 % en el control de las enfermedades conocidas como mancha parda (B. oryzae), pudrición de la vaina (S. oryzae) y tizón del arroz (P. grisea), y produjeron una disminución del área bajo la curva de progreso de estas enfermedades. La mejor respuesta se logró con la concentración más alta del antagonista (10¹¹) y con los filtrados de cultivo menos diluidos (75 y 100 %). No obstante, en general, la mejor respuesta de control frente a las variables evaluadas la produjo el uso del fungicida Azoxistrobina.

LITERATURA CITADA

1. Alarcón, L., T. Reyes, G. Rodríguez y A. Pupo. 2005. Efectividad in vitro de Trichoderma harzianum Rifai en el biocontrol de Rhizoctonia solani Kühn y Pyricularia grisea (Sacc.) en el cultivo del arroz (Oryza sativa L.) Fitosanidad 9(3): 57-60.        [ Links ]

2. Archana, B. y H.S. Prakash. 2013. Survey of seed borne fungi associated with rice seeds in India. International Journal of Research in Applied Microbiology 3(1): 25-29.        [ Links ]

3. Astorga, K., K. Meneses, C. Zúñiga, J. Brenes y W. Rivera. 2014. Evaluación del antagonismo de Trichoderma sp. y Bacillus subtilis contra tres patógenos del ajo. Tecnología en Marcha 7(2): 82-91.        [ Links ]

4. Awad, N., H. Kassem, M. Hamed, A. Elfiki, M. Elnaggar, K. Mahmoud y M. Ali. 2018. Isolation and characterization of the bioactive metabolites from the soil derived fungus Trichoderma viride. Mycology 10 (on line). https://doi.org/10.1080/21501203.2017.1423126 (consulta del 10/01/2018)        [ Links ]

5. Castro, M. del P. 2015. Bioproducto a base de una cepa nativa de Trichoderma harzianum Rifai para el manejo de la sigatoka negra (Mycosphaerella fijiensis Morelet) en bananeras orgánicas. Tesis. Universidad Central “Marta Abreu” de Las Villas. Villa Clara, Cuba. 100 p.        [ Links ]

6. Castro M. del Pilar, M. Pesánteza, P. Lemaa, J. Quevedoc, P. Arichabalad y Y. Alvarado. 2015. Potential use of Trichoderma-based bioproduct for black leaf streak disease (Mycosphaerella fijiensis) management in the field. Biocontrol Science and Technology 25(4): 481-486.        [ Links ]

7. Ceballos, G., E. Álvarez y M.M. Bolaños. 2014. Reducción de poblaciones de Rastonia solanacearum raza 2 (Smith) en plátano (Musa AAB Simmods) con la aplicación de extractos de Trichoderma sp. (Alexopoulus y Nims) y bacterias antagonistas. Acta Agronómica 63(1): 80-87.        [ Links ]

8. Ciba-Geigy. 1981. Manual para Ensayos de Campo en Protección Vegetal. Werner Püntener. División Agricultura, Ciba-Geigy. Basilea, Suiza. 205 p.        [ Links ]

9. Cristo, E., N.J. Pérez, A. Echevarría, M.C. González, R.M. Cárdenas y E. Ventura. 2012. Efectos de bajos suministros de agua en el comportamiento agronómico e industrial de nuevos genotipos de arroz (Oryza sativa) obtenidos por diferentes métodos de mejora. Cultivos Tropicales 33(1): 50-56.        [ Links ]

10. de Souza, A. C., T. Pereira, M. Vinicius, F.Á. Rodrigues, G. Barata y M.C. Filippi. 2015. Enzyme-Induced Defense Response in the Suppression of Rice Leaf Blast (Magnaporthe oryzae) By Silicon Fertilization and Bioagents. International Journal of Research Studies in Biosciences 3(5): 22-32.        [ Links ]

11. IRRI (International Rice Research Institute). 1996. Standard Evaluation System for Rice. Genetic Resources Center. http://www.fao.org/arroz.html (consulta del 09/02/2006).        [ Links ]

12. Khalili E, M. Sadravi, S. Naeimi y V. Khosravi. 2012. Biological control of rice brown spot with natives isolates of three Trichoderma species. Braz. J. Microbiol. 43: 297-305.        [ Links ]

13. Lerch, G. 1977. La experimentación Agrícola en las Ciencias Biológicas y Agrícolas. Edit. Científico-Técnica. La Habana. 452 p.        [ Links ]

14. Mamani, P., J. Limachi y N. Ortuño. 2012. Uso de microorganismos nativos como promotores de crecimiento y supresores de patógenos en el cultivo de la papa en Bolivia. Revista Latinoamericana de la Papa 17(1): 74-96.        [ Links ]

15. Márquez, M. E., O. Fernández-Larrea, J. Jiménez, O. Elósegui, R. Gómez, B. Cabrera et al. 2010. Tecnología de producción artesanal sobre sustratos sólidos del hongo antagonista Trichoderma harzianum (cepa A-34). MINAGRI. Instituto de Investigaciones de Sanidad Vegetal. La Habana. pp. 34-38.        [ Links ]

16. Martínez, B., Y. Obret, S. Pérez y Y. Reyes. 2014. Antagonismo in vitro de cepas de Trichoderma spp. frente a Sarocladium oryzae (Sawada) W. Gams & D. Hawksworth. Revista de Protección Vegetal 29(2): 106-111.        [ Links ]

17. MINAGRI (Ministerio de la Agricultura). 2008. Instructivo Técnico del Arroz. Instituto de Investigaciones del Arroz. La Habana. 113 p.        [ Links ]

18. Nawrocka, J., M. Szczech y U. Malolepsza. 2018. Trichoderma atroviride enhances phenolic synthesis and cucumber protection against Rhizoctonia solani. Plant Protect. Sci. 54(1): 17-23.        [ Links ]

19. Núñez, L. y D. Pavone. 2014. Tratamiento biológico del cultivo de arroz en condiciones de vivero empleando el hongo Trichoderma spp. Interciencia 39(3): 185-190.        [ Links ]

20. Ondráčkova, E., M. Ondřej, E. Provinová y M. Nesrsta. 2013. Mycoparasitic fungi reducing the incidence and virulence of Bipolaris sorokiniana. Czech Mycology 65(1): 103-112.        [ Links ]

21. Osorio, E., F.D. Hernández, R. Rodríguez, S.E. Varela, B. Estrada y J.A. López. 2016. Actividad antagónica de Trichoderma spp. sobre Rhizoctonia solani in vitro. Investigación y Ciencia 24(67): 5-11.        [ Links ]

22. Peñaloza, S. 2014. Actividad de enzimas antioxidantes y contenido de compuestos fenólicos y flavonoides en la interacción Cebolla-Trichoderma spp.-Sclerotium rolfsii. Tesis. Instituto Politécnico Nacional (IPN). Yautepec, Morelos, México. 69 p.        [ Links ]

23. Pérez, L., V. Cordero y L. Fabret. 2009. Eficiencia de azoxistrobin y diferentes triazoles en el control en campo de las principales enfermedades fúngicas del arroz en Cuba. Centro Agrícola 36(2): 15-23.        [ Links ]

24. Pérez, E. J., A. Bernal, P. Milanés, M. Leiva, E, Lopes, Y. Sierra y R. Cupull. 2013a. Influencia del tiempo de incubación de Trichoderma harzianum Rifai en la actividad antifúngica del filtrado de cultivo contra Bipolaris oryzae. Centro Agrícola 40(2): 27-36.        [ Links ]

25. Pérez, E. J., P. Milanés, A. Bernal, M. Leiva, G. García, L.P. Lobato et al. 2013b. Antagonismo in vitro de Trichoderma harzianum sobre aislados camagüeyanos de Bipolaris oryzae y Sarocladium oryzae. Centro Agrícola 40(3): 29-36.        [ Links ]

26. Pérez, E. J., A. Bernal, P. Milanés, Y. Sierra, M. Leiva, S. Martín y O.A. Monteagudo. 2015. Efecto de diferentes factores de cultivo en la obtención de filtrados de Trichoderma harzianum con actividad antifúngica sobre Magnaporthe grisea. Revista de Protección Vegetal 30: 92.        [ Links ]

27. Pérez, E.J. 2016. Efecto de Trichoderma harzianum Rifai (cepa A-34) y sus filtrados de cultivo en el control de tres hongos fitopatógenos foliares en arroz. Revista de Protección Vegetal 31(2): 150.        [ Links ]

28. Pérez, E. J., A. Bernal, P. Milanés, M. Leiva, Y. Sierra y R. Cupull. 2017. Actividad antagónica de Trichoderma harzianum Rifai sobre el agente causal del tizón del arroz (Pyricularia grisea Sacc.). Centro Agrícola 44(3): 13-19.        [ Links ]

29. Ramírez, J. G., D.A. Castañeda y J.G. Morales. 2013. Dinámica microbial del suelo asociada a diferentes estrategias de manejo de Phytophthora cinnamomi Rands en aguacate. Rev. Ceres 80(6): 811-819.        [ Links ]

30. Reyes, T., G. Rodríguez, D. Pupo, L. Alarcón y Y. Limonta. 2007. Efectividad in vitro de Trichoderma harzianum (Rifai) en el biocontrol de Rhizoctonia solani Kühn y Pyricularia grisea (Sacc.) aislados en el cultivo del arroz (Oryza sativa L.). Fitosanidad 11(1): 29-33.        [ Links ]

31. Rivero, D., A. Cruz, A.T. Rodríguez, A. Echeverría y B. Martínez. 2012. Hongos asociados al manchado del grano en la variedad de arroz INCA LP-5 (Oryza sativa L.) en Cuba. Revista de la Sociedad Venezolana de Microbiología 32: 132-138.        [ Links ]

32. Rodríguez, M. F., P. Milanés, E. Pérez y Y. Sierra. 2016. Compatibilidad de Trichoderma harzianum Rifai con fungicidas del arroz y su efecto sobre tres fitopatógenos fúngicos. Agrisost. 22(2): 54-67.        [ Links ]

33. Rodríguez, I. y J. Flores. 2018. Capacidad antagónica in vitro de Trichoderma spp frente a Rhizoctonia solani Kuhn y Fusarium verticillioides Nirenberg. Bioagro 30(1): 49-58.        [ Links ]

34. Vargas, R., A. Wang, M. Obregón y M. Araya. 2015. Efecto de Trichoderma spp., Paecilomyces lilacinus y la inyección de nematicida en el pseudotallo en el combate de Radopholus similis y la producción de banano. Agronomía Costarricense 39(2): 61-76.        [ Links ]

35. Villamil, J. E., L. J. Sierra, Y. Olarte, A. T. Mosquera, J. D. Fajardo, E. H. Pinzón y J. W. Martínez. 2015. Integración de prácticas culturales y control biológico para el manejo de Moniliophthora roreri Cif & Par. Revista de Ciencias Agrícolas 32(2): 13-25.        [ Links ] ]]> 1 2005 9 3 3 57-60 2 2013 3 1 1 25-29 3 2014 7 2 2 82-91 4 2018 10 5 2015 100 6 2015 25 4 4 481-486 7 2014 63 1 1 80-87 8 Ciba-Geigy 1981 205 9 2012 33 1 1 50-56 10 2015 3 5 5 22-32 11 IRRI (International Rice Research Institute) 1996 12 2012 43 297-305 13 1977 452 14 2012 17 1 1 74-96 15 2010 34-38 16 2014 29 2 2 106-111 17 MINAGRI (Ministerio de la Agricultura) 2008 113 18 2018 54 1 1 17-23 19 2014 39 3 3 185-190 20 2013 65 1 1 103-112 21 2016 24 67 67 5-11 22 2014 69 23 2009 36 2 2 15-23 24 2013 a 40 2 2 27-36 25 2013 b 40 3 3 29-36 26 2015 30 92 27 2016 31 2 2 150 28 2017 44 3 3 13-19 29 2013 80 6 6 811-819 30 2007 11 1 1 29-33 31 2012 32 132-138 32 2016 22 2 2 54-67 33 2018 30 1 1 49-58 34 2015 39 2 2 61-76 35 2015 32 2 2 13-25