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<article-title xml:lang="es"><![CDATA[Efecto de los microorganismos acuáticos (rotífera y ciliata) sobre la emisión de cercarias de Schistosoma mansoni, por Biomphalaria glabrata en el laboratorio]]></article-title>
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<abstract abstract-type="short" xml:lang="en"><p><![CDATA[The rotifers and ciliates are microorganisms that coexist with B. glabrata, Inside tissues normally infected by S. mansoni in the snails. the causative agent of schistosomiasis. The captive breeding experience suggests that the presence of such microorganisms can affect the evolution of the parasite in the snail, because competition for space and nutrients. The effect of rotifers and ciliates in the release of cercariae of S. mansoni by the mollusc B. glabrata maintained in captivity. The experimental setting was constituted by five groups of snails (n=10) infected with 10 miracidia from S. mansoni, which were placed in plastic containers with (a) 87500 25000 rotifers and Paramecium sp, (b) 27000 54000 rotifers and Paramecium sp, (c) 800000 rotifers, (d) Paramecium sp 4500 and the same number of rotifers and (e) infection control group remained rotifers and ciliates. It was possible to observe an number-dependent inverse correlation between the release of cercaria from S. mansoni and the number of rotifers and Paramecium sp. Used in this study. Particularly, the percentage of inhibition was strongly associated with the presence of large numbers of rotifers. To date, these are the first findings suggesting that microorganisms from the genus ciliata, subphylum Crustacea, are capable of regulating S. mansoni lyfe cycle progression in the snail stage, therefore could be potentially used as biological controls for the infection caused by S. mansoni.]]></p></abstract>
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</front><body><![CDATA[ <p align="center"><b><font face="Verdana">Efecto de los microorganismos  acuáticos (rotífera y ciliata) sobre la emisión de cercarias de Schistosoma  mansoni, por Biomphalaria glabrata en el laboratorio</font></b></p>     <p align="center"><b><font size="2" face="Verdana">María Gabriela Barrios<sup>1</sup>,  Emilia Elena Barrios<sup>1,2</sup>, María Lorena Marquez<sup>3</sup>, Rowhiny  Hernández<sup>1</sup>, Juan Fernando Quintana<sup>4</sup>, Olga Ojeda<sup>1</sup></font></b></p>     <p align="justify"><font size="2" face="Verdana">1 Laboratorio de Helmintología  del Instituto de Biología Molecular de Parásitos (Instituto BioMolP). Facultad  de Ciencias de la Salud, Universidad de Carabobo. Valencia, Venezuela.</font></p>     <p align="justify"><font size="2" face="Verdana">2 Departamento de Investigación  y Desarrollo Profesional, Escuela de Bioanálisis. Facultad de Ciencias de la  Salud, Universidad de Carabobo. Valencia, Venezuela.</font></p>     <p align="justify"><font size="2" face="Verdana">3 Laboratorio de Cultivo de  Tejidos y Biología de Tumores. Instituto de Biología Experimental. Facultad de  Ciencias. Universidad Central de Venezuela. Caracas, Venezuela.</font></p>     <p align="justify"><font size="2" face="Verdana">4 Centre for Immunity,  Infection and Evolution, University of Edinburgh, Ashworth Laboratories, West  Mains Road, EH93JT, Edinburgh, UK.</font></p>     <p align="justify"><font size="2" face="Verdana">Correspondencia: Emilia  Barrios. E-mail: <a href="mailto:barrios.emilia@gmail.com"> barrios.emilia@gmail.com</a></font></p>     <p align="justify"><b><font size="2" face="Verdana">RESUMEN</font></b></p>     <p align="justify"><font size="2" face="Verdana">Los rotíferos y ciliados son  microorganismos que cohabitan con B. glabrata, y en el caracol infectado  comparten espacio con el parásito S. mansoni, agente causal de la  esquistosomosis. La experiencia con crías en cautiverio sugiere que la presencia  de tales microorganismos puede afectar la evolución del parásito en el caracol,  debido a competencia por espacio y nutrientes. En base a esto se evaluó el  efecto de los rotíferos y ciliados, sobre la emisión de cercarias de S. mansoni  por el molusco B. glabrata mantenida en cautiverio. En los experimentos se  emplearon cinco grupos de 10 caracoles infectados con 10 miracidios de S.  mansoni, los cuales, se colocaron en recipientes plásticos, con: (a) 87500  rotíferos y 25000 Paramecium sp, (b) 27000 rotíferos y 54000 Paramecium sp, (c)  800000 rotíferos, (d) 4500 Paramecium sp y rotíferos, respectivamente y (e) el  grupo control de infección se mantuvo sin rotíferos y ciliados. Se demostró un  efecto de inhibición en la emisión de las cercarias de S. mansoni en presencia  de rotíferos y Paramecium sp, dependiente de la cantidad de organismos  presentes. El porcentaje de inhibición en la emisión de las cercarias de S.  mansoni se relacionó con la presencia de un gran número de rotíferos. El  presente trabajo constituye el primer hallazgo que sugiere que organismos de los  phyllum Rotifera y Ciliophora podrían ser empleados como control biológico de la  infección por S. mansoni.</font></p>     <p align="justify"><font size="2" face="Verdana"><b>Palabras clave</b>:  Biomphalaria glabrata, Schistosoma mansoni, rotiferos, Paramecium sp.</font></p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p align="center"><b><font size="2" face="Verdana">Effect of aquatic organisms (rotifers  and ciliate) on the issuance of Schistosoma mansoni larvae by Biomphalaria  glabrata maintained in laboratory</font></b></p>     <p align="justify"><b><font size="2" face="Verdana">ABSTRACT</font></b></p>     <p align="justify"><font size="2" face="Verdana">The rotifers and ciliates are  microorganisms that coexist with B. glabrata, Inside tissues normally infected  by S. mansoni in the snails. the causative agent of schistosomiasis. The captive  breeding experience suggests that the presence of such microorganisms can affect  the evolution of the parasite in the snail, because competition for space and  nutrients. The effect of rotifers and ciliates in the release of cercariae of S.  mansoni by the mollusc B. glabrata maintained in captivity. The experimental  setting was constituted by five groups of snails (n=10) infected with 10  miracidia from S. mansoni, which were placed in plastic containers with (a)  87500 25000 rotifers and Paramecium sp, (b) 27000 54000 rotifers and Paramecium  sp, (c) 800000 rotifers, (d) Paramecium sp 4500 and the same number of rotifers  and (e) infection control group remained rotifers and ciliates. It was possible  to observe an number-dependent inverse correlation between the release of  cercaria from S. mansoni and the number of rotifers and Paramecium sp. Used in  this study. Particularly, the percentage of inhibition was strongly associated  with the presence of large numbers of rotifers. To date, these are the first  findings suggesting that microorganisms from the genus ciliata, subphylum  Crustacea, are capable of regulating S. mansoni lyfe cycle progression in the  snail stage, therefore could be potentially used as biological controls for the  infection caused by S. mansoni.</font></p>     <p align="justify"><b></b><font size="2" face="Verdana"><b>Key words</b>:  Biomphalaria glabrata, Schistosoma mansoni, rotifers, Paramecium sp.</font></p>     <p align="justify"><b><font size="2" face="Verdana">INTRODUCCIÓN</font></b></p>     <p align="justify"><font size="2" face="Verdana">La infección causada por el  Schistosoma mansoni, la esquistosomosis, afecta a un promedio de 200 a 300  millones de personas a nivel mundial. Entre los continentes afectados América  Latina destaca con países como República Dominicana, Puerto Rico, Surinam,  Brazil y Venezuela (1).</font></p>     <p align="justify"><font size="2" face="Verdana">La región centro-norte costera  de Venezuela es un área geográfica que ofrece condiciones que favorecen la  transmisión de este parásito, puesto que las condiciones climáticas y la  presencia de los caracoles necesarios para que parte del ciclo del parásito se  desarrolle se encuentran presentes, siendo esta una zona con ríos y riachuelos  relacionados a actividades productivas, como la pesca o la agricultura y más  recientemente la actividad turística, lo que realza la importancia de controlar  la transmisión de esta infección sin alterar el ambiente ecológico (2).</font></p>     <p align="justify"><font size="2" face="Verdana">B. glabrata es una especie de  caracol que habita en aguas dulces y en Venezuela, es el principal hospedador  intermediario del tremátodo S. mansoni. El parásito en el molusco, se multiplica  hasta transformarse en una larva denominada cercaria, posteriormente alcanza el  medio acuático, donde al entrar en contacto con el hombre y ocasiona una  enfermedad denominada esquistosomosis. La infección se caracteriza por fiebres  altas, dolores abdominales, diarreas, tos, entre otras patologías en el  organismo (3).</font></p>     <p align="justify"><font size="2" face="Verdana">El control de la  esquistosomosis en las áreas endémicas constituye una gran problemática  sanitaria, debido a que una vez desarrollada en el humano, el daño a nivel  hepático es irreversible, y la lesión puede ir desde daño grave hasta ocasionar  la muerte al paciente por una insuficiencia hepática, fibrosis, cirrosis, e  Hipertensión Portal (4). Por tanto, se ha intentado controlar la transmisión de  la infección empleando sustancias molusquicidas, sin embargo, su alta toxicidad  no solo para el caracol, sino también a la flora y fauna que cohabita con este,  hacen del control por este medio inviable, en especial, cuando se trata de ríos,  canales de riegos, represas y lagunas con fines de cultivo de peces y plantas  para el consumo humano (5). Desde un punto de vista ecológico, el control  biológico que no lesione el ambiente es la salida ideal, no obstante, hasta  ahora las estrategias empleadas, entre ellas el uso de caracoles de otras  especies que compitan por el espacio geográfico de B. glabrata no fueron  exitosas para controlar la infección (6).</font></p>     <p align="justify"><font size="2" face="Verdana">Lo anterior determina que el  control de la infección se base exclusivamente en el tratamiento del paciente  infectado con una droga denominada praziquantel, que actúa sobre los gusanos  adultos, pero que no previene la infección ni limita las secuelas a nivel  hepático o intestinal (7). Además algunas evidencias sugieren que el parásito  puede desarrollar resistencia a la acción del praziquantel, ocasionando que sea  deficiente como estrategia de control de la infección a dosis única (8).</font></p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p align="justify"><font size="2" face="Verdana">La experiencia acumulada a lo  largo de veinte años manteniendo el ciclo del parásito en su hospedador  intermediario, B. glabrata en cautiverio, sugiere que microorganismos acuáticos  diferentes al parásito pueden influir en el desarrollo de la infección por S.  mansoni. A través de observaciones realizadas en las crías del Laboratorio del  grupo de investigación, se ha observado una relación entre la disminución en la  emisión de larvas del parásito provenientes de caracoles infectados  experimentalmente y el aumento de organismos de los Phyla ses Rotífera y  Ciliophora (rotíferos y Paramecium sp.), en el agua de las crías.</font></p>     <p align="justify"><font size="2" face="Verdana">Por tanto, un mecanismo de  control biológico potencial de la transmisión de la infección por S. mansoni al  humano, podría basarse en aumentar la presencia de organismos acuáticos de vida  libre como son rotíferos y ciliados, ya que al parecer estos constituyen una  competencia por el espacio en los tejidos del caracol, que parece limitar la  multiplicación de las larvas del parásito y en consecuencia podrían limitar la  transmisión al humano. La observación de ésta fauna acuática en condiciones de  infección experimental, por lo tanto, podría aportar datos que confirmen si la  existencia de dicha fauna afecta la continuidad de la infección y si podría, en  consecuencia, tener efectos sobre la transmisión de la infección al humano. En  tal sentido, se evaluó el efecto de los microorganismos acuáticos (rotíferos y  ciliados) sobre la emisión de cercarias de S. mansoni por el molusco B. glabrata  infectado.</font></p>     <p align="justify"><b><font size="2" face="Verdana">MATERIALES Y MÉTODOS</font></b></p>     <p align="justify"><font size="2" face="Verdana">Los caracoles B. glabrata y las  otras especies empleadas en los procedimientos metodológicos provenían de crías  mantenidas en cautiverio en el Laboratorio de Helmintología del Instituto  BioMolP de la Facultad de Ciencias de la Salud de la Universidad de Carabobo. De  igual manera, los miracidios empleados en los experimentos con caracoles  infectados provenían del ciclo de mantenimiento de Schistosoma mansoni entre  hámsters dorados (Mesocricetus auratus) y B. glabrata en el Laboratorio (9).  Para ello, los hámster fueron sacrificados previa anestesia con cloroformo, a  las 7 semanas de infección con cercarias de S. mansoni del aislado Puerto Rico.  Los huevos obtenidos de hígados e intestinos fueron colocados en agua  declorinada, y estimulados con luz de una lámpara para favorecer la eclosión de  los huevos y salida de los miracidios. Luego cada caracol se colocó en un pozo  plástico con aproximadamente 10 miracidios recién salidos de los huevos, y se  incubaron por 6 horas a temperatura ambiente.</font></p>     <p align="justify"><font size="2" face="Verdana">Se emplearon cinco grupos  experimentales con 10 caracoles infectados como se describió previamente. Estos  se colocanlos cuales, se colocaron en recipientes plásticos de aproximadamente  12x6cm, con diferentes números de ciliados y rotíferos.En el grupo 1 se  emplearon 87500 rotiferos y 25000 Paramecium sp, en el segundo 27000 rotiferos y  54000 Paramecium sp, en el tercero 800000 rotiferos, en el cuarto, 4500  rotiferos e igual número de Paramecium sp. El quinto grupo de caracoles  infectados se dejó sin ciliados ni rotíferos en el agua, y constituyó el grupo  control de infección. Los grupos en su totalidad fueron mantenidos en  recipientes de plástico rectangulares con agua declorada y lechuga Ad libitum,  en una proporción de un recipiente por cada grupo de 10 caracoles. La evaluación  de la infección se hizo a la quinta semana luego de la infección de los  caracoles e incubación con los organismos acuáticos. Todos los procedimientos  con los animales de experimentación se siguieron tomando como referencia los  principios bioéticos del Código de Bioética y Bioseguridad del Fondo Nacional de  Ciencia Tecnología e Innovación (10).</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana"><b><font size="2">Obtención de rotíferos  y ciliados</font></b><font size="2">. Se recolectó agua de las peceras con crías  de caracoles B. glabrata mantenidas sin reemplazo ni limpieza de las peceras por  un mes. El agua recolectada se dejó sedimentar las heces y elementos sólidos,  por 1 hora en cilindros de vidrio de 5 L. Luego se recolectó el sobrenadante en  tubos cónicos de 15 ml y se centrifugaron a 5000 rpm por 10 min, en centrífuga  refrigerada (HERMLE, modelo Z400) y los sedimentos obtenidos fueron examinados  al microscopio de luz, para visualizar y contar los rotíferos y ciliados  presentes. Los sedimentos con los organismos, se resuspendieron en agua  declorada (en la proporción antes señalada) y se colocaron en peceras con  caracoles B. glabrata de 7 a 10 mm de diámetro de concha, previamente infectados  con 10 miracidios de S. mansoni.</font></font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana"><b><font size="2">Análisis de los datos</font></b><font size="2">:  Los contajes de cercarias en caracoles infectados y co-infectados con rotíferos  y Paramecium sp., se expresaron como el promedio ± desviación estándar. Luego se  estimó el rendimiento de la infección en los grupos co-infectados y los  controles infectados en ausencia de los organismos de vida libre expresados en  porcentaje. Los datos referentes a la morfología de ciliados, rotíferos y  cercarias se registraron fotográficamente en un fotomicroscopio (Nikon, Eclipse  600) equipado con una cámara (Coolpix 900) y los datos de numéricos fueron  presentados a través de gráficos de barra.</font></font></p>     <p align="justify"><b><font size="2" face="Verdana">RESULTADOS</font></b></p>     <p align="justify"><font size="2" face="Verdana">Las características  morfológicas de los organismos de vida libre, fueron típicas del Phylum Rotifera  como es la corona, los pies de fijación, el segmento anal, el mástax y la rama  caudal, descritas por otros autores (11) (<a href="#fig1">Fig 1</a>).</font></p>     <p align="center"><a name="fig1"> <img border="0" src="/img/fbpe/s/v17s1/art06fig1.gif" width="454" height="517"></a></p>     
]]></body>
<body><![CDATA[<p align="justify"><font size="2" face="Verdana">En el caso de los organismos  ciliados, las características morfológicas, presencia de vacuolas contráctiles y  fagocíticas y de macronúcleo; así como la citofaringe fueron compatibles con  Paramecium sp (12, 13) ( <a href="#fig2">Figura 2</a>).</font></p>     <p align="center"><a name="fig2"> <img border="0" src="/img/fbpe/s/v17s1/art06fig2.gif" width="450" height="461"></a></p>     
<p align="center"> <img border="0" src="/img/fbpe/s/v17s1/art06fig3.gif" width="439" height="302"></p>     
<p align="justify"><font size="2" face="Verdana">Al analizar el rendimiento de  la infección en cada grupo se obtuvo que en el grupo 1 de B. glabrata  coinfectada, se obtuvo una emisión de 1500 ± 15 cercarias de S. mansoni. En los  grupo 2 y 3, no hubo emisión de cercarias. Mientras que en el grupo 4, donde se  empleó el mismo número de rotíferos y ciliados (4500), la emisión fue de 28000 ±  12 cercarias (<a href="#gra1">Gráfico 1</a>). En los grupos empleados como  control de infección se obtuvo un promedio de emisión de 57600±24373 cercarias.</font></p>     <p align="center"><a name="gra1"> <img border="0" src="/img/fbpe/s/v17s1/art06gra1.gif" width="558" height="459"></a></p>     
<p align="justify"><font size="2" face="Verdana">Estos datos muestran que los  grupos 1 y 4, la cantidad de ciliados y rotíferos empleados en el medio acuático  no impidió que el parásito se multiplicara y se produjeran cercarias, no  obstante, el número de cercarias emitidas fue menor a las de el grupos control.  En contraste, en los grupos 2 y 3, incubados con un mayor número de rotíferos y  ciliados o con un gran número de rotíferos no se observó emisión de cercarias,  demostrando de forma indirecta que la inhibición de la emisión de cercarias  parece estar relacionada con la presencia de gran número de rotíferos, mas que a  la presencia de Paramecium sp.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">Al calcular el porcentaje de  inhibición en la emisión de las cercarias correspondiente a cada grupo de co-infección,  tomando como referencia el grupo infectado sin presencia de rotíferos y  Paramecium, se encontró que en el grupo 1 de co-infección hubo una disminución  de 98,3% en la emisión de las cercarias. En los grupos 2 y 3 fue 100% y en el  grupo cuatro de 63% (<a href="#gra2">Gráfico 2</a>).</font></p>     <p align="center"><a name="gra2"> <img border="0" src="/img/fbpe/s/v17s1/art06gra2.gif" width="503" height="298"></a></p>     
<p align="justify"><b><font face="Verdana" size="2">DISCUSIÓN</font></b></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">La competencia por espacios y  nutrientes entre organismos es un hecho frecuente dentro de los ecosistemas, en  el presente trabajo se evaluó el efecto de microorganismos acuáticos (rotíferos  y Paramecium sp.), sobre larvas de S. mansoni a fin de definir si existe una  relación con la disminución en la emisión de las cercarias, estadios larvarios  importantes en la transmisión de la esquistosomosis al humano.</font></p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p align="justify"><font face="Verdana" size="2">Las diferencias observadas  parecen estar relacionadas con el número de rotíferos y Paramecium empleados,  también parece indicar que la inhibición de la emisión de las cercarias se  encuentra directamente relacionada con un gran número de rotíferos, como se  aprecia en el grupo 3, quizás debido a que estos organismos se ubican en los  tejidos del caracol, de manera que no solo compiten por los nutrientes en la  pecera, además compiten por el espacio en el caracol. En relación a lo anterior,  otro autor (14) refiere que los rotíferos son microorganismos que no afectan al  ser humano y que son, en general, organismos inofensivos a excepción de algunas  especies que representan una amenaza para otros animales acuáticos, lo que  podría explicar su efecto sobre las cercarias de S. mansoni. Por otra lado, el  empleo tanto de los rotíferos como los ciliados como competencia con S. mansoni  constituirían un medio un tanto eficaz como mecanismo preventivo (en lugar de  utilizar molusquicidas como medida para prevenir la transmisión de S. mansoni)  que según los autores (4) son medios regulados por leyes estrictas en cuanto a  su uso indiscriminado y su alto costo. Y el éxito del control biológico  empleando moluscos u otros organismos que compitan con el hospedador  intermediario depende de muchos factores que hacen que sean aplicados en el  campo (15, 16). </font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">Algunos autores reseñan que los  Paramecium son organismos quimiosensibles por lo que constituye un biosensor  para ambientes contaminados con aceite, pesticidas y otros agentes, puesto que  su aparato sensorial detecta gran variedad de sustancias químicas repelentes y  quimioatractantes y repelentes (17). En relación a los rotíferos se demostró que  la especie B. rotundiformis es un eslabón clave en la transferencia de energía a  niveles tróficos tropicales superiores debido a la alta tasa de renovación de  sus poblaciones y al impacto sobre el fitoplancton (18), lo que los hace ideal  su uso en acuicultura de peces, como Tilapia larvae (19) y en los parámetros de  producción del camarón blanco del pacífico, sin deteriorar la calidad del agua  (20).</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">Todos los autores mencionados  anteriormente parecen tener algo en común y es la demostración a través de sus  estudios, de que tanto el molusco B. glabrata como los individuos de la especie  de rotíferos y ciliados, no se ven afectados al entrar en contacto entre sí, lo  que a la luz de los hallazgos encontrados en el presente trabajo indica la  factibilidad de que al introducir copépodos o rotíferos en el medio acuático, se  alteraría la infección por S. mansoni, sin alterar los organismos del ecosistema  que rodean al caracol, incluso los peces. Esto abre la posibilidad en un ámbito  más amplio, de reemplazar los molusquicidas por métodos menos tóxicos como  mecanismo de control de la transmisión de S. mansoni al humano, en especial  porque otros modelos de control biológico han fracasado.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">En conclusión, el estudio de  las características morfológicas y de locomoción de los organismos encontrados  en las peceras empleadas para crías de B. glabrata en cautiverio en el  Laboratorio, mostró que los organismos pertenecen a los Phyla Ciliophora y  Rotifera. Se demostró un efecto de inhibición en la emisión de las cercarias de  S. mansoni en presencia de rotíferos y Paramecium sp, dependiente de la cantidad  de organismos presentes. Un porcentaje total de inhibición en la emisión de las  cercarias de S. mansoni se relacionó con la presencia de un gran número de  rotíferos.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">Finalmente, el presente trabajo  constituye el primer hallazgo que demuestra que organismos de los Phyla  Ciliophora y Rotifera podrían ser empleados como control biológico de la  infección por S. mansoni.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2"><b>AGRADECIMIENTOS</b>: Este  trabajo se realizó con el financiamiento del Consejo de Desarrollo Científico y  Humanístico de la Universidad de Carabobo a través del Proyecto grupal CDCH-UC  #422-10 y de Inversión Menor CDCH-UC #00220-08</font></p>     <p align="justify"><b><font face="Verdana" size="2">REFERENCIAS</font></b></p>     <!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">1. OMS. Esquistosomiasis  2010 Consulta: 15, Mayo, 2011. Disponible en: http://www.who.int/mediacentre/factsheets/fs115/es/index.html.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=3222884&pid=S1316-7138201300040000600001&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">2. Alarcón de Noya B,  Ruiz-Guevara R, Colmenares C, Losada S, Noya O. Low transmission áreas of  schistosomiasis in Venezuela: consequences on the diagnosis, treatment, and  control. Mem Inst Oswaldo Cruz 2006; 101: 29-35.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=3222885&pid=S1316-7138201300040000600002&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">3. Gryseels-Polman K, Clerinx  J, Kestens L. Human schistosomiasis. Lancet 2006; 368: 1106-1118.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=3222886&pid=S1316-7138201300040000600003&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">4. King CH, Dangerfield-Cha M.  The unacknowledged impact of cronic schistosomiasis. Cronic Illness 2008; 4:  67-69.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=3222887&pid=S1316-7138201300040000600004&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">5. Cruz-Reyes A, Chavarin C,  Campos-Arias M, Taboada J, Jimenez M. Actividad molusquicida del piquerol a  aislado de Piqueria Trinervia (Compositae) sobre ocho especies de caracoles  pulmonados. 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Coulibaly JT, N´Gbessi YK, Knopp S, Keiser J, N´Goran EK, Utzinger J. Efficacy and safety of Praziquantel  in preschool-aged children in an área co-endemic for Schistosoma mansoni and S.  haematobium. PLoS Negl Trop Dis 2012; 6: e1917. doi:10.1371/journal.pntd.0001917.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=3222890&pid=S1316-7138201300040000600007&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">8. Couto F, Coelho ZP, Araújo  N, Kus J, Katz N, Jannotti-Passos L, Mattos A. Schistosoma mansoni: a method of  inducing resistance o praziquantel using infected Biomphalaria glabrata snails.  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Fondo Nacional de Ciencia y Tecnología 2002. Normas de  bioética y bioseguridad para la investigación con organismos vivos, ambiente y  bioterios. Disponible: <a href="http://antoniorondonlugo.com/blog/wpcontent/uploads/2007/06/bioetica.pdf">http://antoniorondonlugo.com/blog/wpcontent/uploads/2007/06/bioetica.pdf</a>.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=3222893&pid=S1316-7138201300040000600010&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">11. FAO. Cultivo de rotíferos.  En: La producción de alimento vivo y su importancia en acuicultura. 2013.  Disponible: <a href="http://www.fao.org/docrep/field/003/ab473s/ab473s03.htm">http://www.fao.org/docrep/field/003/ab473s/ab473s03.htm</a>.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=3222894&pid=S1316-7138201300040000600011&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">12. Wang Y, Yuan J, Gao X, Yang  X. Stage-specific appearance of cytoplasmic microtubules around the surviving  nuclei during the third prezygotic division of Paramecium. Zoological Res 2012;  33: E98-E103. 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Disponible en: <a href="http://cdam.minam.gob.pe:8080/handle/123456789/109"> http://cdam.minam.gob.pe:8080/handle/123456789/109</a>.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=3222897&pid=S1316-7138201300040000600014&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">15. Nakamura Rapado L, De Sá  Pinheiro A, Orechio P, Lopes V, Fokoue HH, Scotti MT, Vogt Marques J, Pires  Ohlweiler F, Borrely SI, Braganca Pereira CA, Kato MJ, Nakano MJ, Nakano E,  Fumiko Yamaguchi L. Schistosomiasis control using piplartine against  Biomphalaria glabrata at different Developmental stages. 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Prieto M, Atencio V.  Zooplancton en la larvicultura de peces neotropicales. Rev MVZ Córdoba 2008;  13:1415-1425.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=3222902&pid=S1316-7138201300040000600019&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">20. Campaña-Torres A,  Martínez-Córdova LR, Villareal-Colmenares H, Hernández-López J, Ezquerra-Brauer  JM, Cortés-Jacinto E. Efecto de la adición de rotífero Brachionus rotundiformis  (Tschugunoff, 1921) sobre la calidad del agua y la producción, en cultivos súper-intensivos  de camarón blanco del Pacífico Litopeaeus vannamei (Boone, 1931). 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