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<abstract abstract-type="short" xml:lang="en"><p><![CDATA[Of the 9 cases of human fascioliasis recorded in Venezuela, 4 have been published in the last 10 years, 2 of them originating from Andean region. The well known transmission of fascioliasis in cattle and the clinical condition of a 14-year-old girl with abdominal discomfort, vomiting, eosinophilia and previous abundant ingestion of watercress, motivated the field study in the site of occurrence (Timotes, Edo. Mérida in the Andean region) to learn the risk of community infection. Sixty-five people were evaluated clinically and serologically. Coprology was done in 37 and abdominal ultrasound in 33 persons. ELISA with adult Fasciola hepatica soluble extract (AFhES- ELISA) was performed with 9 persons being positive. Western blot (WB) was carried out on all ELISA positive sera, resulting in 5 that recognized 9, 14, 27 and 65 kDa specific molecules. The remaining four sera, with weak reactivity by ELISA, did not have this recognition pattern. By stool examination, we found Entamoeba coli, E. histolytica/dispar, Blastocystis hominis, Giardia lamblia, Endolimax nana and Ascaris lumbricoides. Three of the 5 positive people by AFhES-ELISA and AFhES-WB had F. hepatica eggs in their feces. The 5 positive cases are girls of a family, sisters and whose parents do not have the infection, although all consume watercress in salads with other vegetables from that region. The present study constitutes the first report of a well established focus of fascioliasis with human repercussion in Venezuela.]]></p></abstract>
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</front><body><![CDATA[ <p align="center"><b><font face="Verdana">Brote familiar de fascioliasis en  Venezuela</font></b></p>     <p align="center"><b><font face="Verdana" size="2">Belkisyolé Alarcón de Noya1,  Elina Rojas2, Cecilia Colmenares1, Carmen Morales2, Rosa Contreras1, Sharon Kay  Valero3, Dalila Hernández2, Sonia Briceño2, Jose Vicente Scorza2 &amp; Oscar Noya1</font></b></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">1 Instituto de Medicina  Tropical, Universidad Central de Venezuela, Ciudad Universitaria, Los  Chaguaramos, Zona Postal 1041-A, Apdo. 47623, Caracas, Venezuela.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">2 Instituto Experimental “José  Witremundo Torrealba” NURRUniversidad de Los Andes; Edo. Trujillo, Venezuela.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">3 Hospital Sor Juana Inés de  Mérida, Edo. Mérida, Venezuela.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">*Autor de correspondencia:  belkisyole@yahoo.com.mx</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">De los 9 casos de fascioliasis  humana registrados en Venezuela, 4 han sido publicados en los últimos 10 años,  siendo 2 de éstos procedentes de la región andina. El riesgo de endemicidad  frecuente en bovinos y la condición clínica de una niña de 14 años, con malestar  abdominal, vómitos, eosinofilia y antecedentes de ingestión abundante de berros,  motivó realizar un estudio en su lugar de procedencia (Timotes, Edo. Mérida),  para conocer la exposición de la comunidad al riesgo de infección. Se evaluaron  65 personas, a quienes se les realizó historia clínica, con consentimiento  previa información, toma de muestras de sangre, exámenes de heces (n=37) y  ecografía abdominal (n=33). Se practicó ELISA con extracto soluble de adultos de  Fasciola hepatica (ELISA-AFhES), resultando 9 personas positivas. Se practicó  “Western blot” (WB) a todos los sueros positivos en ELISA, de los cuales 5  reconocieron moléculas específicas de 9, 14, 27 y 65 kDa, lo que constituye un  patrón de positividad al WB. Los cuatro sueros restantes, con débil reactividad  al ELISA, no reconocieron estas moléculas. Por estudios coprológicos se  encontraron Entamoeba coli, Entamoeba histolytica/dispar, Blastocystis hominis,  Giardia lamblia, Endolimax nana y Ascaris lumbricoides. Tres de las 5 personas  positivas por ELISA-AFhES y WB-AFhES resultaron con huevos de Fasciola hepatica  en las heces. Los 5 casos positivos corresponden a niñas de una familia, todas  hermanas, cuyos padres resultaron sin infección, a pesar de que todos ingieren  berros y ensaladas con productos de la región. El presente estudio constituye el  primer reporte de transmisión a humanos en una población de un área bien  delimitada en la región andina venezolana.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2"><b>Palabras claves</b>:  fascioliasis, Venezuela., ELISA, “Western blot”.</font></p>     <p align="center"><b><font face="Verdana" size="2">Family outbreak of  fascioliasis in Venezuela</font></b></p>     <p align="justify"><b><font face="Verdana" size="2">SUMMARY</font></b></p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p align="justify"><font face="Verdana" size="2">Of the 9 cases of human  fascioliasis recorded in Venezuela, 4 have been published in the last 10 years,  2 of them originating from Andean region. The well known transmission of  fascioliasis in cattle and the clinical condition of a 14-year-old girl with  abdominal discomfort, vomiting, eosinophilia and previous abundant ingestion of  watercress, motivated the field study in the site of occurrence (Timotes, Edo.  Mérida in the Andean region) to learn the risk of community infection. Sixty-five  people were evaluated clinically and serologically. Coprology was done in 37 and  abdominal ultrasound in 33 persons. ELISA with adult Fasciola hepatica soluble  extract (AFhES- ELISA) was performed with 9 persons being positive. Western blot  (WB) was carried out on all ELISA positive sera, resulting in 5 that recognized  9, 14, 27 and 65 kDa specific molecules. The remaining four sera, with weak  reactivity by ELISA, did not have this recognition pattern. By stool examination,  we found Entamoeba coli, E. histolytica/dispar, Blastocystis hominis, Giardia  lamblia, Endolimax nana and Ascaris lumbricoides. Three of the 5 positive people  by AFhES-ELISA and AFhES-WB had F. hepatica eggs in their feces. The 5 positive  cases are girls of a family, sisters and whose parents do not have the infection,  although all consume watercress in salads with other vegetables from that region.  The present study constitutes the first report of a well established focus of  fascioliasis with human repercussion in Venezuela.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2"><b>Key words</b>: Fascioliasis,  Venezuela, ELISA, Western blot.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">Recibido el 18/05/2006 Aceptado  el 14/01/2007</font></p>     <p align="justify"><b><font face="Verdana" size="2">INTRODUCCIÓN</font></b></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">La fascioliasis es una  enfermedad parasitaria causada principalmente por Fasciola hepatica, la cual  afecta humanos y animales herbívoros, distribuida en Europa, África, América y  Oceanía y por Fasciola gigantica en África y Asia. Actualmente esta parasi-tosis  presenta un alto grado de expansión constituyéndose en una patología emergente y  reemergente en muchos países y presentando un incremento en prevalencia e  intensidad, por la gran capacidad de colonización de su agente causal y especies  de vectores (Mas-Coma, 2004; 2005). Por otra parte, cuando la fascioliasis  afecta bovinos, ocasiona pérdidas considerables en la industria pecuaria y  alimenticia (Fredes, 2004). En algunos países constituye un verdadero problema  de salud pública en humanos, reportándose casos en los 5 continentes en áreas  endémicas con rangos que van desde hipo a hiperendémicas (Mas-Coma et al.,  1999a; Mas-Coma, 2005). Una de las características epidemiológicas singulares de  la fascioliasis es su presencia en regiones de elevada altitud (Mas-Coma et al.,  2005), como es el caso del Altiplano Boliviano, descrito como un área de  hiperendemicidad en humanos (Mas-Coma et al., 1999b; Esteban et al., 1999;  Mas-Coma, 2005).</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">El diagnóstico de la  fascioliasis usualmente&nbsp; se basa en el hallazgo fortuito de los huevos del  parásito en las heces. El diagnóstico coprológico es de baja sensibilidad,  debido a que en la fase prepatente de infección, el helminto se encuentra en  forma inmadura y en fase crónica la excreción de huevos&nbsp; es escasa e  intermitente (Espino et al., 2000). Las dificultades para lograr el diagnóstico  parasitológico justifican la utilización de métodos inmunológicos para  evidenciar la enfermedad en el hombre y los animales (Colmenares et al., 2003).</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">Los métodos indirectos de  diagnóstico como son las imágenes obtenidas por radiografía, ultrasonido  convencional y endoscópico, tomografía computarizada ó resonancia magnética  nuclear, permiten encontrar hepatomegalias y otras imágenes útiles para mantener  el diagnóstico y darle soporte al seguimiento de la enfermedad (Fredes, 2004;  Zali et al., 2004). Sin embargo, estos exámenes resultan costosos y algunas  veces inaccesibles a las poblaciones de bajos recursos.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">El primer reporte en Venezuela  data de 1910 (Risquez 1929), luego del cual se han detectado sólo 8 más (Risquez,  1929; Barroeta, 1911; Rodríguez &amp; González, 1975; Abdul-Hadi et al., 1996;  Scorza et al., 1999; Incani et al., 2002; Alarcón de Noya et al., 2006),  perteneciendo dos de ellos a la región andina.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">Los casos de fascioliasis en  Venezuela, se han presentado de manera esporádica como consecuencia del hallazgo  de adultos del parásito en procedimientos imagenológicos o quirúrgicos, como  también de huevos en hígado o heces por análisis histopatológicos o  coproparasitológicos. Al disponer del diagnóstico inmunológico (Colmenares et  al., 2003), para la búsqueda activa de casos, las posibilidades de detectar esta  infección parasitaria aumentan considerablemente.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">En este trabajo se identifica  un brote familiar de F. hepatica, en la población de Timotes, ubicada en los  andes venezolanos, al norte del Estado Mérida, siendo una zona de clima frío, un  poco más húmeda, pero con características ecológicas similares a las encontradas  en el Altiplano Boliviano. La detección de infección en una niña hospitalizada  por presentar dolor abdominal, fiebre y alta eosinofilia, nos incentivó a  investigar la presencia de esta parasitosis en su comunidad de procedencia.</font></p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p align="justify"><b><font face="Verdana" size="2">MATERIALES Y MÉTODOS</font></b></p>     <p align="justify"><b><font face="Verdana" size="2">Población en estudio</font></b></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">Se trabajó en una comunidad  situada en los alrededores de la ciudad de Timotes, a 2.050 m sobre el nivel del  mar, en el municipio Miranda del Estado Mérida, al occidente de Venezuela. Se  comunicó a la población por intermedio de sus líderes naturales la existencia de  esta parasitosis y la importancia de su participación en el presente estudio. Se  implementó un consentimiento informado el cual cumplió con los requisitos de  informar a la población sobre el propósito del muestreo, su importancia y el  compromiso de las partes involucradas. Todos los niños estaban acompañados de  sus representantes y se hizo hincapié en el acto voluntario de permitir la  obtención y evaluación de muestras biológicas. El presente trabajo contó con la  aprobación de la Comisión de Bioética del Centro de Investigaciones “José  Witremundo Torrealba” del Núcleo Universitario “Rafael Rangel” de la Universidad  de Los Andes. La evaluación clínica consistió en la recopilación de datos  epidemiológicos, antecedentes de importancia médica, interrogatorio funcional,  síntomas actuales, examen físico y ecografía. Por razones logísticas, estos dos  últimos se practicaron sólo a aquellas personas quienes manifestaron síntomas de  malestar abdominal (dolor, llenura post-pandrial, vómitos frecuentes, diarreas).  La ecografía abdominal se practicó con un transductor curvo de 3,75 MHz de un  equipo portátil marca Toshiba. Se exploró hígado, vias biliares, páncreas,  riñones y abdomen en general, también útero y anexos en las mujeres.</font></p>     <p align="justify"><b><font face="Verdana" size="2">Muestras</font></b></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">Se colectaron muestras de  sangre por punción venosa en tubos sin anticoagulante y sin agregar  preservativos post-centrifugación, para la obtención de sueros. Con una gota de  sangre lograda inmediatamente después de la punción se realizaron extendidos  sanguíneos. Se recogieron muestras de heces, las cuales fueron preservadas en  solución de Raillet-Henry a razón de 2 gr de heces aproximadamente en 2 cm3 (Pessõa  &amp; Martins, 1982). Los sedimentos se examinaron exhaustivamente  post-centrifugación. Los extendidos sanguíneos obtenidos fueron fijados con  metanol por 5 minutos y posteriormente coloreados con Giemsa, para determinar la  formula sanguínea.</font></p>     <p align="justify"><b><font face="Verdana" size="2">Obtención del antígeno de  excreción-secreción de Fasciola hepatica (AFhES)</font></b></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">Se extrajeron parásitos adultos  de F. hepatica de los conductos biliares de bovinos infectados. Luego de  lavarlos en solución salina ésteril, se procedió según está señalado en los  trabajos de Cesari &amp; Alarcón de Noya (1987), Espino et al. (2000) y Colmenares  et al. (2003).</font></p>     <p align="justify"><b><font face="Verdana" size="2">Inmunoensayo enzimático con  AFhES (ELISAAFhES)</font></b></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">Para su realización se siguió  la técnica de Voller et al. (1976) con algunas modificaciones, las placas Nunc-Immuno  Maxi Sorp fueron sensibilizadas con 50 &#956;L/pozo de AFhES a una concentración de  10 &#956;g/&#956;L, luego de 18 h a 4ºC, las placas se lavaron dos veces con buffer salino  fosfato (PBS) con 0,05% de Tween 20. Para el bloqueo se colocaron 150 &#956;L/pozo de  solución de leche descremada al 5% en PBS-Tween 20 al 0,05% por 1 h. Luego se  secaron y guardaron a 4ºC hasta su uso.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">Los sueros se diluyeron en la  misma solución de bloqueo (1/200), colocando 50 &#956;L/pozo por 1h a 37ºC. Las  placas se lavaron 3 veces con PBS-Tween 20 al 0,05% y se expusieron a 50 &#956;L/  pozo de solución de anti IgG-humana conjugada a fosfatasa alcalina (1/2000) en  la misma solución de bloqueo. Las placas se revelaron usando 50 &#956;L/pozo de para-nitrofenilfosfato  (PNPP) a una concentración de 1&#956;g/&#956;L como sustrato de la enzima. Luego se detuvo  la reacción, con 50 &#956;L/pozo de una solución de NaOH 3M. El punto de corte se  estableció en base al promedio más tres desviaciones estándar de la D.O. de 40  sueros negativos (DO=0,280).</font></p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p align="justify"><b><font face="Verdana" size="2">Electroforesis y Western  blot con AFhES (WBAFhES)</font></b></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">Se realizó electroforesis con  72 &#956;g de AFhES en 300 &#956;L de buffer de muestra, en gel de poliacrilamida al 12,5  % bajo condiciones disociantes y no reductoras, luego se transfirió a papel de  nitrocelulosa (NC) (Cleveland et al., 1977; Towbin et al., 1979). A  continuación, las membranas se bloquearon con leche descremada al 5% en PBSTween  20 al 0,05%, al término de lo cual se secaron y guardaron a -20 ºC hasta su uso.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">El papel de NC se cortó en  tiras de 2 mm, las cuales se expusieron a 800 &#956;L (1/200) de suero humano en  solución de bloqueo, por 90 min, en constante agitación a temperatura ambiente.  Luego se realizaron 4 lavados de 15 min cada uno con PBS-Tween 20 al 0,05%.  Seguidamente las tiras se colocaron en una solución de anti-IgG humana conjugada  a peroxidasa (1/15.000) en solución de bloqueo por 90 min., en agitación  constante. Se repitieron los lavados como ya se indicó y se procedió a exponer  las tiras al sustrato quimioluminiscente por 1 min y se reveló la reacción  usando placas fotográficas Hiperfilm®.</font></p>     <p align="justify"><b><font face="Verdana" size="2">Tratamiento</font></b></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">Las personas que resultaron  positivas en este estudio recibieron triclabendazole (Egaten®) a razón de 10 mg/kg  de peso en dosis única y en presencia del médico tratante.</font></p>     <p align="justify"><b><font face="Verdana" size="2">RESULTADOS</font></b></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">Se evaluaron 65 personas en un  rango de edad de 2,5 a 59 años, 43 del sexo femenino y 22 del masculino. Del  interrogatorio se conoció que 38% se quejaron de dolor abdominal persistente ó  frecuente y 10,6% tenían diarrea al momento ó en los últimos días previos al  examen. Se practicó ultrasonido abdominal a 33 personas quienes tenían síntomas  y también algunos niños bajo riesgo de infección, en la mitad de ellas (48%) se  encontraron alteraciones ecográficas del área hepato-biliar (engrosamiento de  pared vesicular 18%, imágenes hiperecogénicas dentro de vesícula biliar 6%,  colédoco dilatado hiperecogénico 18% y otras alteraciones como hígado graso y  hepatomegalia).</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">De las muestras recolectadas,  se obtuvieron 65 sueros, se realizaron 60 extendidos y solamente se colectaron  37 muestras de heces. Todos declararon la ingestión frecuente y diaria de  vegetales crudos (lechuga, berros, etc.) provenientes de la misma área en la  cual habitan. En general presentaron muy baja prevalencia de parásitos  intestinales. Entamoeba coli, Entamoeba histolytica/dispar, Blastocystis hominis,  Giardia lamblia, Endolimax nana se presentaron con frecuencias, cada una de  ellas menor o igual a 5,4%. Los huevos de Ascaris lumbricoides se observaron en  2,7% y los de F. hepatica en 8% de las muestras examinadas. El 27% presentaron  al menos un parásito en las heces.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">Los resultados de ELISA-AFhES  se muestran en la <a href="#Fig._1">Fig. 1</a>, en la cual 9 personas fueron  positivas (14%), 4 de ellas con densidad óptica (D.O.) cercana al punto de corte  y 5 resultaron francamente positivos (D.O&gt;1).</font></p>     <p align="center"><b><font face="Verdana" size="2"><a name="Fig._1">Fig. 1</a>.  ELISA-AFhES de sueros de personas de una comunidad bajo riesgo de infección con  Fasciola hepatica, Timotes, Edo. Mérida, 2005.</font></b></p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p align="center"> <img border="0" src="/img/fbpe/bmsa/v47n1/art03fig1.gif" width="548" height="320"></p>     
<p align="justify"><font face="Verdana" size="2">Se practicó WB-AFhES a todos  los sueros positivos por ELISA-AFhES. Estos resultados se muestran en la Fig. 2.  Los 5 sueros de personas que presentaron ELISA con D.O.&gt;1, reconocieron las  moléculas específicas de 9, 14, 65 y el área alrededor de 27 kDa del AFhES. Los  restantes positivos por ELISA con valores cercanos al punto de corte fueron  negativos por WB. Solamente se consideraron verdaderos casos de fascioliasis a  las 5 personas cuyos sueros reconocieron este patrón de positividad por WB.</font></p>     <p align="center"><b><font face="Verdana" size="2"><a name="Fig._2">Fig. 2</a>.  “WB”-AFhES de sueros de personas positivas por ELISA-AFhES de una comunidad bajo  riesgo de infección con Fasciola hepatica, Timotes, Edo. Mérida. C+= sueros  controles positivos, C- = sueros controles negativos, SP+ = sueros de personas  positivas por ELISA-AFhES .</font></b></p>     <p align="center"> <img border="0" src="/img/fbpe/bmsa/v47n1/art03fig2.gif" width="546" height="313"></p>     
<p align="justify"><font face="Verdana" size="2">Se realizó conteo relativo de  glóbulos blancos a 60 personas. Aquellas con inmunodiagnóstico positivo (ELISA +  WB) presentaron de 18 a 51% de eosinófilos. Los 4 positivos por ELISA y  negativos por WB tuvieron de 0 a 4% de eosinófilos. En las 51 personas  restantes, se observó eosinofilia entre 0 a 39%, no atribuible a fascioliasis.  Las 5 pacientes diagnosticadas con fascioliasis recibieron tratamiento con  triclabendazole (Egaten®). Estas personas resultaron ser hermanas, tres de ellas  con huevos de F. hepatica en las heces. Cuatro meses después del tratamiento la  clínica persistió y la coprología mostró huevos de F. hepatica en tres de los 5  casos. Por esta razón se les repitió el mismo tratamiento a todas las niñas,  quienes controladas seis meses después, resultaron negativas a la coprología. Se  mantiene control clínico, coprológico y serológico de estos pacientes.</font></p>     <p align="justify"><b><font face="Verdana" size="2">DISCUSIÓN</font></b></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">En el presente estudio se  encontró 8% de personas con huevos de F. hepatica en heces. Sin embargo, ELISA-AFhES  fue positivo en 14%, confirmándose 5 casos por WB de los 9 positivos por ELISA.  Las moléculas de 9, 14, 27 y 65 kDa presentaron reconocimiento específico, no  fueron detectadas por sueros de personas sin fascioliasis, ni por aquellos con  otras parasitosis. Otros estudios han reportado estas mismas moléculas como  relevantes para el diagnóstico de esta enfermedad parasitaria (Díaz et al.,  1998; Espino et al., 2000; Colmenares et al., 2003; Colmenares et al., 2005; Kim  et al., 2003). La mayor positividad en ELISA podría explicarse por contacto con  este parásito en el pasado, a través de la ingestión de verduras como  ingredientes en distintas ensaladas o en jugos. Otra causa sería la reactividad  cruzada con otros helmintos (Colmenares et al. 2005). En consecuencia,  consideramos inmunodiagnóstico positivo para fascioliasis, cuando se presenten  conjuntamente los dos ensayos positivos (ELISA y WB) con reconocimiento del  mencionado patrón molecular por WB.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">Los positivos por  inmunodiagnóstico presentaron valores altos de eosinófilos (18-51%), parámetro  de sospecha en los afectados por esta parasitosis. Las personas positivas por  ELISA y negativas por WB tuvieron un porcentaje normal de eosinófilos en sangre.  La cuantificación de eosinófilos se correspondió con los resultados obtenidos en  el inmunodiagnóstico.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">La presencia de imágenes  ultrasonográficas relacionadas con patología hepática y biliar fue alta (48%) en  personas quienes declararon molestias abdominales. En una de las pacientes se  visualizó la ocupación de las vías biliares extrahepáticas por imagen móvil  sugestiva de presencia de un helminto, comprobándose este caso por coprología y  serología. El uso de ecografía abdominal ambulatoria debe incluirse en los  programas de vigilancia epidemiológica de esta enfermedad, especialmente  dirigida a aquellos con sintomatología abdominal, ya que pudiera utilizarse como  un indicador de patología hepato-biliar para su posterior confirmación  diagnóstica.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">El efecto de administración  periódica de albendazole en programas contra las helmintiasis intestinales en  escuelas y consultas médicas se reflejó en la baja frecuencia de helmintos  encontrados en este estudio. El primer tratamiento con triclabendazole (Egaten®)  fue insuficiente en algunos de los afectados, persistiendo en éstos la  sintomatología y huevos en las heces. Al repetirse el tratamiento la cura fue  total. En Venezuela no se dispone de triclabendazole de uso humano, dificultando  la terapéutica.</font></p>     ]]></body>
<body><![CDATA[<p align="justify"><font face="Verdana" size="2">Llama la atención que los 5  casos positivos corresponden a niñas de una familia, todas hermanas y cuyos  padres no tienen la infección. Toda la familia ingirió berros y ensaladas con  productos de la región. Pudiese existir otra fuente de infección adicional a la  ingestión de hortalizas como ocurre en Bolivia donde se ha descrito transmisión  de la parasitosis por ingestión de agua contaminada con metacercarias del  parásito (Mas-Coma et al. 1999b). Esta hipótesis no pudo demostrarse en esta  investigación, pues ambos factores de riesgo (ingestión de berros y consumo de  agua no tratada) fueron admitidos por todas las personas encuestadas. Es  importante destacar que muestreos recientes (octubre 2005) sobre la fauna  malacológica de esta área demostró la presencia de abundantes caracoles del  género Lymnaea, cuya ubicación taxonómica es objeto de estudio (Pointier &amp; Noya:  com. pers.).</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">El estudio integral de la  infección humana por F. hepatica debe ser multifactorial, incluyendo clínica,  hematología, ecografía, coprología e inmunodiagnóstico. Los resultados  demuestran la utilidad de combinar dos técnicas inmuno-serológicas que permiten  un despistaje inicial de la población con ELISA-AFhES y un examen confirmatorio  para llegar al diagnóstico definitivo a través del WB-AFhES, superando así la  baja sensibilidad de los estudios coprológicos.</font></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">Hasta ahora el diagnóstico de  fascioliasis se ha logrado por coprología, detectándose casos fortuitos  aislados. Desde que se cuenta en el país con metodologías adecuadas, nuestro  grupo ha diagnosticado 9 casos mas en 3 años, incluyendo los presentes. Esta  aproximación podría ser una forma de abordaje de comunidades bajo riesgo de  infección, siendo el presente trabajo el primer estudio de este tipo que propone  una estrategia de vigilancia epidemiológica para esta trematodiasis en  Venezuela.</font></p>     <p align="justify"><b><font face="Verdana" size="2">AGRADECIMIENTOS</font></b></p>     <p align="justify"><font face="Verdana" size="2">A los representantes comunales,  quienes organizaron de manera eficiente las jornadas de trabajo en el campo. A  la compañia NOVARTIS de Venezuela por el suministro gratuito del medicamento.  Proyecto FONACIT F-2005000199.</font></p>     <p align="justify"><b><font face="Verdana" size="2">REFERENCIAS</font></b></p>     <!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">1. Abdul-Hadi S., Contreras R.,  Tombazzi C., Alvarez M. &amp; Melendez M. (1996). Hepatic fascioliasis: case report  and review. Rev. Inst. Med. Trop. Sao Paulo. 38: 69-73.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2826380&pid=S1690-4648200700010000300001&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">2. Alarcón de Noya B., Sosa V.  L., Colmenares C., Beker B., Contreras R. &amp; Meo P. M. (2006). Localización  pancreática de Fasciola hepatica en un caso humano autóctono proveniente del Edo.  Bolívar, Venezuela. GEN Rev. Soc. Venezolana Gastro. 60: 134-137.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2826381&pid=S1690-4648200700010000300002&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">3. Barroeta J. F. (1911).  Gaceta Médica de Caracas. 18: 35-37.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2826382&pid=S1690-4648200700010000300003&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">4. Cesari I. M. &amp; Alarcón de  Noya B. (1987). Esquistosomiasis mansoni. Diagnóstico y Control. Vol. XLVII, N°  1, Enero-Julio, 2007 53 Alarcón de Noya B. et al. Manual de campo y laboratorio.  CEG. IVIC. Caracas, Venezuela.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2826383&pid=S1690-4648200700010000300004&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">5. Cleveland D. W., Fischer S.  G., Kirschner M. W. &amp; Laemmli U. K. (1977). Peptide mapping by limited  proteolysis in sodium dodecyl sulfate and analysis by gel electrophoresis. J.  Biol. Chem. 252: 1102- 1106.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2826384&pid=S1690-4648200700010000300005&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">6. Colmenares C., Castellano  A., Méndez L., Bruces A. C., Garcia F. &amp; Alarcón de Noya B. (2003).  Inmunodiagnóstico de Fascioliasis bovina y humana en Venezuela. Acta Científica  Venezolana. 54 (Supl. 1): 221.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2826385&pid=S1690-4648200700010000300006&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">7. Colmenares C., Méndez L.,  Díaz Z. &amp; Alarcón de Noya B. (2005). Fraccionamiento del antígeno de  excreción-secreción de adultos de Fasciola hepatica y su utilización en  inmunodiagnóstico por Western Blot. Parasitología Latinoamericana, FLAP. 60:  294.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2826386&pid=S1690-4648200700010000300007&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">8. Diaz A., Li-Elias O., Otero  O., Garcia C. &amp; Espino A. M. (1998). Identificación, mediante “Western blot”, de  inmunógenos de Fasciola hepatica, reconocidos por los sueros de ratas infectadas  experimentalmente. Rev. Cubana Med. Trop. 50: 12-17.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2826387&pid=S1690-4648200700010000300008&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">9. Espino A. M., Borges A. &amp;  Dumenigo B. E. (2000). Fecal antigens of Fasciola hepatica potentially useful in  the diagnosis of fascioliasis. Rev. Panam. Salud Pública. 7: 225-231.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2826388&pid=S1690-4648200700010000300009&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">10. Esteban J. G., Flores A.,  Angles R. &amp; Mas-Coma S. (1999). High endemicity of human fascioliasis between  Lake Titicaca and La Paz Valley, Bolivia. Trans. R. Soc. Trop. Med. Hyg. 93:  151-156.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2826389&pid=S1690-4648200700010000300010&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">11. Fredes F. (2004). La  Fascioliasis animal y humana. Mon. Electr. Patol. Vet. 1: 38-67.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2826390&pid=S1690-4648200700010000300011&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">12. Incani R. N., Vieira J. M.,  Pacheco M., Planchart S., Amarista M. &amp; Lazdins J. (2002). Human infection by  Fasciola hepatica in Venezuela: report of geriatric case. Invest. Clin. 44:  255-260.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2826391&pid=S1690-4648200700010000300012&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">13. Kim K., Yang H. J. &amp; Chung  Y. B. (2003). Usefulness of 8 kDa protein of Fasciola hepatica in diagnosis of  fascioliasis. Korean J. Parasitol. 41: 121-123.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2826392&pid=S1690-4648200700010000300013&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">14. Mas-Coma S. (2004). Human  fascioliasis. En: World Health Organization (WHO), Waterborne Zoonoses:  Identification, Causes and Control. pp. 305-322. Eds. Crotruvo J. A., Dufour A.,  Rees G., Bartram J., Carr R., Cliver D. O. et al. IWA Publishing, London, UK.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2826393&pid=S1690-4648200700010000300014&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">15. Mas-Coma S. (2005).  Epidemiology of fascioliasis in human endemic areas. Journal of Helmintology.  79: 207-216.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2826394&pid=S1690-4648200700010000300015&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">16. Mas-Coma S., Esteban J.G. &amp;  Bargues M.D. (1999a). Epidemiology of human fascioliasis: a review and proposed  new classification. Bull WHO. 77: 340-346.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2826395&pid=S1690-4648200700010000300016&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">17. Mas-Coma S., Angles R.,  Esteban J. G., Bargues M. D., Buchon P., Franken M. et al. (1999b). The Northern  Bolivian Altiplano: a region highly endemic for human fascioliasis. Trop. Med.  Int. Health. 4: 454-467.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2826396&pid=S1690-4648200700010000300017&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">18. Mas-Coma S., Bargues M. D.  &amp; Valero M. A. (2005). Fascioliasis and other plant-borne trematode zoonoses.  Int. J. Parasitol. 35: 1255-1278.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2826397&pid=S1690-4648200700010000300018&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">19. Pessõa S. B. &amp; Martins A.  V. (1982). Parasitología Médica. 11 ed. Editorial Guanabara Koogan S. A., Rio de  Janeiro.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2826398&pid=S1690-4648200700010000300019&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">20. Risquez J. R. (1929).  Estado actual de la parasitología en Venezuela. Gaceta Médica de Caracas. (1904-  1911). 25 (N° extraordinario): 38-41.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2826399&pid=S1690-4648200700010000300020&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">21. Rodríguez A. &amp; González H.  (1975). Sobre un nuevo caso humano de fascioliasis hepática en Venezuela. Rev.  Inst. Nac. Hig. 8: 111-114.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2826400&pid=S1690-4648200700010000300021&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">22. Scorza J. V., Villegas E. &amp;  Morales C. (1999). Fascioliasis hepática en el Estado Trujillo, Venezuela: un  segundo caso clínico. Arch. Venez. Med. Trop. 3: 9-13.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2826401&pid=S1690-4648200700010000300022&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">23. Towbin H., Staehelin T. &amp;  Gordon J. (1979). Electrophoretic transfer of proteins from polyacrylamide gels  to nitrocellulose sheets: procedure and some applications. Proc. Natl. Acad. Sci.  U S A. 76: 4350-4354.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2826402&pid=S1690-4648200700010000300023&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">24. Voller A., Barlett A. &amp;  Bidweel D. (1976). Enzyme immunoassays for parasitic diseases. Trans. Roy. Soc.  Trop. Med. Hyg. 70: 98-105.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2826403&pid=S1690-4648200700010000300024&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --><!-- ref --><p align="justify"><font face="Verdana" size="2">25. Zali M.R., Ghaziani T.,  Shahraz S., Hekmatdoost A. &amp; Radmehr A. (2004). Liver, spleen, pancreas and  kidney involvement by human fascioliasis: imaging findings. BMC Gastroenterology.  4: 15-17.</font>&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;&nbsp;[&#160;<a href="javascript:void(0);" onclick="javascript: window.open('/scielo.php?script=sci_nlinks&ref=2826404&pid=S1690-4648200700010000300025&lng=','','width=640,height=500,resizable=yes,scrollbars=1,menubar=yes,');">Links</a>&#160;]<!-- end-ref --> ]]></body>
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