Contenido de fenoles en clones de musáceas ‘Pineo Gigante’ y ‘Cambur Manzano’

Orquídea G. Pérez Chacín¹; Iselen E. Trujillo Díaz^1* y Morela M. Fuchs Delgado²

¹Centro de Estudios para el Desarrollo Agroecológico Tropical (CEDAT). Instituto de Estudios Científicos y Tecnológicos (IDECYT). Universidad Nacional Experimental Simón Rodríguez (UNESR).

²Unidad de Biotecnología. Instituto Nacional de Investigaciones Agrícolas, Centro de Investigaciones Agropecuarias (INIACENIAP). *Correo electrónico: iselen03@yahoo.com.

Los fenoles son compuestos fitoquímicos que pertenecen al metabolismo secundario de las plantas. En las musáceas, juegan un papel muy importante en el mantenimiento de la planta ante el estrés ocasionado por deficiencia de nutrientes o ataques de microorganismos. Igualmente, se le han atribuido propiedades medicinales en diversas afecciones de la salud, donde se les ha señalado para tratar desordenes cardiovasculares, prevención y tratamiento de algunos tipos de cáncer, problemas gastrointestinales, e infeccionesy contracturas musculares. El objetivo de esta investigación fue determinar el contenido de fenoles en hojas y pseudotallos de los cultivares ‘Pineo Gigante’ (Musa AAA) y ‘Cambur Manzano’ (Musa AAB) desarrollados en condiciones in vivo, y hojas in vitro tanto a nivel cualitativo como a nivel cuantitativo. Los resultados cualitativos manifestados por cambios de coloración, indican que el ‘Cambur Manzano’ tiene mayor cantidad de fenoles en comparación con el ‘Pineo Gigante’. En cuanto a los cultivares in vitro e in vivo a nivel cuantitativo, se encontró que el contenido de fenoles en ‘Cambur Manzano’ es mayor comparado con el ‘Pineo Gigante’. Igualmente, se pudo constatar que los cultivares in vitro tienen mayor cantidad de fenoles en comparación con los evaluados in vivo. Los resultados señalados anteriormente, podrían ser de gran utilidad para la obtención de extractos fenólicos, que pueden ser utilizados con diferentes fines.

Palabras clave: Musa AAA, Musa AAB, extractos fenólicos.

Phenol content in ‘Pineo Gigante’ and ‘Cambur Manzano’ musaceae clones

Key words: Musa AAA, Musa AAB, phenolic extracts.

Recibido: 27/05/14 Aprobado: 16/02/16 Publicado: 31/03/17

INTRODUCCIÓN

Los polifenoles, son un conjunto heterogéneo de moléculas con actividad antioxidante que incluye a los fenoles ácidos y flavonoides (Drago et al., 2006). Se encuentran en ciertos órganos de las plantas o bien pueden ser formados en respuesta al ingreso del patógeno (Nicholson, 1990). Estos son productos del metabolismo secundario de la planta y su biosíntesis se realiza en situaciones de estrés, ocasionado por deficiencia de nutrientes o por el ataque de microorganismos (Florio, 1997; Domingo y López, 2003).

En las plantas, los fenoles pueden participar en la asimilación de nutrientes, la síntesis proteica, la actividad enzimática, la fotosíntesis, la formación de componentes estructurales y procesos alelopáticos (Paladino, 2008); y especialmente en la defensa ante la presencia de patógenos. En el caso particular de las musáceas, el fenotipo de resistencia parcial parece estar ligado a la acumulación de compuestos fenólicos especializados que se almacenan en las células del parénquima (Torres et al., 2009).

En los seres humanos, los fenoles actúan como antisépticos, desinfectantes y anestésicos locales (Bailey y Bailey, 1998). La actividad antioxidante de los fenoles es el origen de funciones biológicas tales como la antimutagénica, anticancerígena y antienvejecimiento (Velioglu et al., 1998; Proestos et al., 2005). También, inhiben la acción de agentes mutágenos, estimulando la actividad de la enzima fenolsutransferasa, implicada en la detoxificación de compuestos metabólicos potencialmente tóxicos, y poseen actividad bactericida. Además, previenen la agregación plaquetaria e inducen a la relajación muscular, permitiendo inhibir los síntomas alérgicos (Drago et al., 2006).

De acuerdo a estudios preliminares, las musáceas son ampliamente utilizadas en problemas digestivos, debido a que tiene sustancias similares a la mucosa gástrica, las cuales normalizan el funcionamiento del estómago (Castañeda et al., 1995; Albornoz, 1997; Martínez et al., 1999; Devouard, 2001; Vásquez et al., 2008). De igual manera, el jugo extraído del pseudotallo del ‘Cambur Manzano’ (Musa AAB), ha sido utilizado como agente citostático para retrasar el proceso de proliferación de células cancerígenas (Albornoz, 1997).

Con referencia a lo anteriormente señalado, es importante destacar que diferentes partes del banano (frutos, hojas, pulpa), han sido empleados para el tratamiento de úlceras, identificándose a taninos y fenoles como componentes principales en dicha acción terapéutica (Pérez et al., 2002).

Debido a la importancia de los fenoles en diversos procesos asociados al metabolismo vegetal y a su acción en diferentes afecciones de salud en el ser humano, el objetivo de esta investigación fue determinar el contenido de fenoles en plantas de ‘Pineo Gigante’ (Musa AAA) y ‘Cambur Manzano’ (Musa AAB), desarrolladas en condiciones in vivo e in vitro, datos que pueden ser útiles en procesos de mejoramiento genético en musáceas.

Se utilizaron los cultivares de musáceas ‘Pineo Gigante’ y ‘Cambur Manzano’ in vivo, donados por el banco de germoplasma del Centro Nacional de Investigaciones Agropecuarias (CENIAP) perteneciente al Instituto Nacional de Investigaciones Agrícolas (INIA), estado Aragua.

De igual manera se usaron los mismos cultivares obtenidos a través de procesos de propagación invitro en el Laboratorio de Biotecnología Agrícola del Centro de Estudios para el Desarrollo Agroecológico Tropical (CEDAT), adscrito al Instituto de Estudios Científi cos y Tecnológicos (IDECYT), perteneciente a la Universidad Nacional Experimental Simón Rodríguez (UNESR); y en la Unidad de Biotecnología Vegetal del INIA-CENIAP, estado Aragua.

Las plantas utilizadas para los análisis químicos in vivo presentaron una edad de 6 meses contados a partir de la siembra. Los análisis químicos de las vitroplantas, se realizaron cuando estaban en la fase de enraizamiento.

Se emplearon métodos cualitativos y cuantitativos para la determinación de fenoles existentes en hojas y pseudotallos de los cultivares, donde se utilizaron tres réplicas por análisis (Figuras 1 y 2).

Para las pruebas cuantitativas, se seleccionaron muestras in vitro de la hoja completa del ‘CamburManzano’ y ‘Pineo Gigante’ con la fi nalidad de tener un parámetro de comparación en ambas condiciones.

La determinación de fenoles se realizó en muestras de hojas y pseudotallo in vivo y en hojas in vitro de los cultivares ‘Pineo Gigante’ y ‘Cambur Manzano’, respectivamente.

Se utilizó el método de Galindo et al. (1989) modificado, para tener un aproximado de la cantidad de fenoles de los segmentos de clones seleccionados, de acuerdo a los cambios de coloración de las muestras; y parala determinación del tipo de fenoles, se empleó la clasifi cación según Hinojosa et al. (2012), que describe los cambios de coloración y el tipo de compuesto (Cuadro 1).

Para la preparación y extracción de los fenoles contenidos en la muestra de los cultivares seleccionados, se utilizó un mortero donde se maceraron los segmentos de la planta con nitrógeno líquido, se pesaron 5 g de muestra, se añadieron 15 ml de éter de petróleo, se agregaron 15 ml de metanol, y finalmente la muestra fue filtrada empleando papel de filtro N° 3, en un embudo de separación. El líquido se dejó reposar, obteniéndose dos capas, se procedió a extraer la capa inferior correspondiente a la fracción metanólica y se colocó la muestra en un eppendorf, preservándolas congeladas hasta realizar las pruebas colorimétricas. Para detectar fenoles en la muestra, se agregaron gotas obtenidas de la extracción metanólica en un platillo de prueba, en el cual se usaron tres compartimientos que contenían gotas de: cloruro férrico (FeCl₃) al 0,5 M; cloruro férrico (FeCl₃) al 1 %; y agua destilada, respectivamente.

La determinación de fenoles a nivel cuantitativo, se realizó en hojas y en pseudotallo in vivo, y solo en hojas in vitro de los cultivares ‘Pineo Gigante’ y ‘Cambur Manzano’ utilizando la metodología de Hernández et al. (2002), la cual consistió en macerar en un mortero las muestras frescas, y posteriormente secarlas en estufa a 60 °C por 72 horas. Al material seco, se le agregó metanol al 50%, en una proporción 1:5 peso/volumen. Se colocó en un agitador orbital por 1 hora a 200 rpm, se filtró la muestra y se colocó en tubos eppendorf. Posteriormente, se guardó en el congelador a -20 °C hasta realizar  la determinación, utilizando para ello una curva patrón de acido tánico; y expresándose las concentraciones en mg ml-1 (AOAC, 1995).

Tambien, se empleo el metodo Folin Ciocalteu, modificado por Waterman y Mole, segun Hernandez et al. (2002), en el cual se extrajo 100 μl de la fraccion metanolica de la muestra y se coloco en un tubo falcon de capacidad 14 ml. Al mismo, se le agregaron 7,5 ml de agua destilada, se anadio 0,5 ml del reactivo Folin . Ciocalteau a 1 N, y a partir del minuto 1 hasta maximo 8 minutos se agregaron 1,5 ml de solucion de carbonato de sodio (Na₂CO₃) al 20%. Se aforo a 10 ml con agua destilada y se dejo reposar durante dos horas, midiendose la densidad optica de cada una de las muestras con el espectrofotometro, a una longitud de onda de 760 nm. Se realizaron dos replicas por determinacion.

Análisis estadístico

En el análisis estadístico de los datos obtenidos en la determinación cuantitativa de fenoles, se emplearon métodos no paramétricos, ya que es una muestra atípica, por tener solo tres repeticiones, donde el comportamiento de esta variable no tenía una distribución normal. Para este caso, se utilizó la prueba de Kruskal Wallis y U Mann Whitney, con el paquete estadístico SPSS (Pardo y Ruíz, 2005).

Determinación de la concentración de fenoles a nivel cualitativo: se realizaron ensayos con muestras in vivo de la hoja y el pseudotallo de hijuelos de los cultivares ‘Pineo Gigante’ y ‘Cambur Manzano’, para los cuales se observó que el cloruro férrico (FeCl₃) al 1% es la concentración adecuada para ver los cambios de coloración.

En la Figura 3, se observan los cambios de coloración en cada zona de la hoja, de acuerdo a la concentración de fenoles in vivo. En este caso, las coloraciones correspondiente al ápice de las hojas del ‘Pineo Gigante’ y ‘Cambur Manzano’ fueron de verde oscuro, mientras que en la zona media de la hoja fue de verde más claro para ambos cultivares, y en la base y el peciolo fue de menor coloración, lo cual está directamente relacionado con la concentración de fenoles de cada una de los segmentos de las hojas.

Al comparar los cultivares Pineo Gigante y Cambur Manzano, solo se observaron diferencias en la zona apical y zona media, resultando en ambos casos coloraciones más oscuras para ‘Cambur Manzano’.

En la Figura 4, se puede apreciar que todas las muestras presentaron coloración verde claro; sin embargo, es importante destacar que en el extremo superior del pseudotallo, la coloración es un poco más oscura para ‘Cambur Manzano’, por lo cual, existe la posibilidad de que esa área tenga una mayor concentración de fenoles.

En el Cuadro 2, se muestra una representación gráfica de los resultados de la determinación cualitativa de los fenoles, en las diferentes muestras correspondientes a los segmentos seleccionados de ‘Pineo Gigante’ y ‘Cambur Manzano’ en plantas in vivo.

En el cultivar ‘Cambur Manzano’, se aprecia que las muestras correspondientes al ápice y a la zona media, presentaron coloración verde oscuro en comparación con la proporción representada por la base, el peciolo y los segmentos del pseudotallo. Por lo tanto, se concluye que el ápice y la zona media, poseen mayor cantidad de fenoles. En relación a la concentración de fenoles del pseudotallo, se observa una coloración verde claro para todos los segmentos estudiados (Cuadro 2).

Las porciones representadas para la hoja de ‘Pineo Gigante’ presentaron tonalidades verde oscuro para la zona apical, verde claro para la media, y amarillo para la base y el peciolo; y para el pseudotallo, se observa una coloración verde claro para todos los segmentos estudiados (Cuadro 2).

De acuerdo a los resultados obtenidos, se puede observar que el ‘Cambur Manzano’ tiene mayor contenido de fenoles, ya que las muestras exhibieron coloraciones donde predomina el verde intenso y el verde claro. Por el contrario, en ‘Pineo Gigante’ se presentaron tonalidades que van desde el verde claro al amarillo, colores indicadores de menor concentración de fenoles.

En el caso de las muestras in vitro, se puede apreciar que el ‘Cambur Manzano’ presenta coloración verde más oscura, lo cual indica una mayor concentración de fenoles en comparación con el ‘Pineo Gigante’ (Figura 5).

Al respecto, Pasto y Jhonson et al. (1981) e Hinojosa et al. (2012), señalan que al realizar este tipo de análisis, las coloraciones oscuras indican una fuerte concentración de fenoles; las correspondientes al verde claro indican la presencia de fenoles o taninos de tipo catecol (flavonoides o taninos concentrados) y las amarillas, ausencia de fenoles.

en los estudios químicos de la investigación realizada, se compararon las cantidades de fenoles que hay en cada clon de acuerdo a su condición in vivo e in vitro, y también a las partes de cada una de las plantas seleccionadas para dicho análisis.

La Figura 6 muestra la concentración de fenoles en los clones seleccionados. Se observa quela cantidad de fenoles fue significativamente mayor en los cultivares en condición in vitro (57,93 mg ml^-1 ± 16,27) en comparación con los que se encontraban in vivo (12,59 mg ml^-1 ± 3,62; U Mann – Whitney = 0,000; N = 52; P= 0,005).

En las muestras in vitro de ambos cultivares, se encontró que el contenido de fenoles es mayor para ‘Cambur Manzano’ (63,38 mg ml^-1 ± 7,51) comparado con el clon ‘Pineo Gigante’ (52,48 mg ml^-1 ± 6,91). Sin embargo, las diferencias observadas resultaron no ser significativas (U Mann-Whitney = 8,00; N = 10; P = 0,42).

Al respecto, es importante señalar, que el proceso de fenolización, y por ende la concentración de fenoles en los mismos, está íntimamente relacionado con el genotipo de la planta (Jiménez, 1997; Chavarría y López et al., 2010).

En relación a las muestras in vivo, se encontró que el contenido de fenoles en ‘Cambur Manzano’ (22,46 mg ml^-1 ± 21,78) es mayor comparado con el ‘Pineo Gigante’ (20,15 mg ml^-1 ± 3,42); aun cuando las diferencias no son estadísticamente signifi cativas (U Mann-Whitney = 215,50; N = 42; P = 0,90).

En la Figura 7, se observa que la concentración de fenoles en el ápice de la hoja del cultivar ‘Pineo Gigante’ (17,70 mg ml^-1 ± 2,72) es mayor que en el resto de las zonas representadas en las hojas y el pseudotallo (U Mann Whitney = 1; N = 21; P = 0,009).

Al agrupar los datos presentados en la Figura 8, se obtiene que el contenido de fenoles de los segmentos representados por la hoja de ‘Cambur Manzano’ presenta un contenido mayor de fenoles (14,98 mg ml^-1 ± 3,92) en comparación con las estructuras del pseudotallo (9,71 mg ml^-1 ± 2,71), siendo ésta una diferencia signifi cativa (U Mann-Whitney = 12,0; N = 21; P = 0,02).

Relacionado con este aspecto, Veitia (1999) afirma que las plantas en campo, en su mayoría tienden a sintetizar compuestos fenólicos de tipo flavonoides, principalmente en hojas y raíces para protegerse de los ataques de patógenos externos.

Por otro lado, en plantas que se cultivan en condiciones in vitro, el estrés tiende a ser mucho mayor en comparación con las de campo, ya que se somete al explante a una serie de pretratamientos que tienden a debilitar el tejido, lo cual provoca la síntesis de compuestos fenólicos que se manifiestan por el oscurecimiento de la vitroplanta (Álvaro, 2009).

A nivel cuantitativo y cualitativo, las concentraciones de fenoles en condiciones in vitro son mayores en comparación con las muestras in vivo. Por otro lado, en plantas in vivo se determinó que la zona apical y media de lahoja son las que poseen una mayor acumulación de compuestos fenólicos. Los resultados señalados anteriormente, son de gran utilidadpara la obtención de extractos fenólicos, que pueden ser utilizados con diferentes fines.

En relación a los cultivares estudiados, los resultados indican que ‘Cambur Manzano’ tanto in vivo como in vitro posee una mayor cantidad de fenoles, lo que podría ser de utilidad en estudios relativos a la tolerancia ante el ataque de patógenos, y su posible empleo con aplicaciones terapéuticas.

Los resultados obtenidos en la investigación, revisten gran importancia para procesos de mejoramiento en musáceas, ya que los fenoles además de cumplir un papel primordial en los mecanismos de defensa constitutivos queoperan en forma constante en la planta, también pueden ser usados en aplicaciones terapéuticas, por lo cual, es importante continuar realizando investigaciones en ésta área, a fin de aplicarlas en procesos de mejoramiento a futuro.

Al Instituto de Estudios Científicos y Tecnológicos (IDECYT) y al Instituto Nacional de Investigaciones Agrícolas (INIA) por su apoyo en la ejecución de esta investigación.

1. Albornoz, A. 1997. Medicina tradicional herbaria. Editado por Instituto Farmacoterápico Latino S.A. Caracas, Venezuela. 431 p.         [ Links ]

2. Álvaro, A. 2009. Problemas de oxidación y oscurecimiento de explantes cultivados in vitro. Agronomía Mesoamericana. 20(1): 153-175. Disponible en línea: http://www.mag.go.cr/rev_meso/v20n01_153.pdf [Ene. 20, 2014].         [ Links ]

3. AOAC (Asociation of Official Analytical Chemists). 1995. Official Methods of Analysis of AOAC International. Food Chemistry. 34(2):823-826.         [ Links ]

4. Bailey, P. y C. Bailey. 1998. Química orgánica: conceptos y aplicaciones. 5^ta edición. Editorial Pearson Education. 267 p.         [ Links ]

5. Castañeda, B., R. Manrique y L. Ibañez. 1995. Estudio fitoquímico y farmacológico de plantas con efectos hipolipemiante. Acta médica Sanmartiniana. 1(1):104-111. Disponible en línea: http://www.medicina.usmp.edu.pe/actamedica/2012_I/Art1_Vol1_N20.pdf [Ene. 15, 2014].         [ Links ]

6. Chavarría, D. y G. López. 2010. Micropropagación de ápices caulinares en plátano (Musa spp. AAB) cultivar Cuerno Gigante. Trabajo de grado para obtener el título de ingeniero agrónomo generalista. Departamento de producción vegetal. Facultad de Agronomía, Universidad Nacional Agraria. Managua, Nicaragua. Disponible en línea: http://cenida.una.edu.ni/Tesis/tnf02c512m.pdf [Ene. 16, 2014].         [ Links ]

7. Devouard, A. 2001. “Muchos usos de Musa”. Red Internacional para el mejoramiento del Banano y Plátano. INIBAP. Montpellier, Francia. 105 p.         [ Links ]

8. Domingo, D. y M. López. 2003. Plantas con acción antimicrobiana. Revista Esp. Quimioterap. 16(4):385-393. Disponible en línea: http://www.seq.es/seq/0214-3429/16/4/385.pdf [Ene. 20, 2012].         [ Links ]

9. Drago, M., M. López y T Sainz. 2006. Componentes bioactivos de alimentos funcionales de origen vegetal. Revista mexicana de ciencias farmacéuticas. 37(4):58-68. Disponible en línea: http://redalyc.uaemex.mx/pdf/579/57937408.pdf [Ene. 15, 2012].         [ Links ]

10. Florio, A. 1997. Estudio comparativo de la composición fenólica de clones de Musa acuminata de diferente ploidía. Trabajo de grado para optar el título de licenciado de Biología. Universidad Simón Bolívar. 96 p.         [ Links ]

11. Galindo, W., M. Rosales, E. Murgueitio y J. Larrahondo. 1989. Sustancias antinutricionales en las hojas de guamo, nacedero y matarratón. Livestock research for rural development. 1(1). Disponible en línea: http://www.lrrd.org/lrrd1/1/mauricio.htm [Mar. 02, 2012].         [ Links ]

12. Hernández, E., M. Soto, J. Rodríguez y T. Colinas. 2002. Contenido de fenoles y actividad enzimática asociados con el daño provocado por cenicilla en hojas de durazno. Revista fitotecnia mexicana. 25(2):153-159 Disponible en línea: http://www.revistafitotecniamexicana.org/documentos/25-2/5a.pdf [Mar. 03, 2012].         [ Links ]

13. Hinojosa, J., M. Gutiérrez, F. Siller, A. Rodríguez, J. Morales, P. Guerrero y C. Del Toro. 2012. Screening fitoquímico y capacidad antiinflamatoria de hojas de Tithonia tubaeformis. Revista de ciencias biológicas y de la salud. 15(2):53-60. Disponible en línea: http://www.biotecnia.uson.mx/revistas/articulos/23-Articulo%209%20Biotecnia%20XV%202.pdf [Ene. 16, 2014].         [ Links ]

14. Jiménez, G. 1997. Conferencias del Curso Internacional de Propagación in vitro de especies vegetales. Instituto de Biotecnología para las Plantas (IBP), Santa Clara, Cuba. pp. 127-134.         [ Links ]

15. Martínez, G., R. Pargas, y E. Manzanilla. 1999. Los mil y un uso de las musáceas y plantas afines. FONAIAP Divulga. N° 62. Disponible en línea: http://sian.inia.gob.ve/repositorio/revistas_tec/FonaiapDivulga/fd62/musa.html [Mar. 03, 2012].         [ Links ]

16. Nicholson, R. 1990. La bioquímica de resistencia a las enfermedades de las plantas, un desafío para la biotecnología y fitopatología. CENICAFE. Chinchiná Colombia. pp. 204-206. Disponible en línea: http://www.sidalc.net/cgi-bin/wxis.exe/?IsisScript=CAFE.xis&method=post&formato=2&cantidad=1&expresion=mfn=009641 [Ene. 15, 2014].         [ Links ]

17. Paladino, S. 2008. Actividad antioxidante de los compuestos fenólicos contenidos en las semillas VID (Vitis vinífera L.). Trabajo de grado para optar el título de Magister en alimentos. Mención ciencias. Postgrado Regional Cooperativo en Alimentos. Universidades Nacionales de Cuyo, La Rioja, San Juan y San Luis. Facultad de Ciencias Agrarias. Universidad Nacional de Cuyo. 100 p. Disponible en línea: http://bdigital.uncu.edu.ar/objetos_digitales/2627/tesispaladino.pdf [Ene. 15, 2012].         [ Links ]

18. Pardo, A. y M. Ruíz. 2005. Análisis de datos con SPSS 13 Base. Editorial Mc Graw Hill. Madrid, España. 620 p.         [ Links ]

19. Pasto, D. y C. Jhonson. 1981. Determinación de estructuras orgánicas. Editorial Reverté. 1era edición. Madrid, España. 416 p.         [ Links ]

20. Pérez, M. R., C. C. Rodríguez, G. Martínez y D. Horta. 2002. Efecto antinflamatorio del extracto de Musa paradisiaca L. (Acitan®) Laboratorios Biológicos Farmacéuticos (LABIOFAM). Habana, Cuba. 1 p. Disponible en línea: http://www.labiofam.cu/UserFiles/File/productos/antitumorales/acitan.pdf [Dic. 12, 2010].         [ Links ]

21. Proestos, C., N. Chorianopoulos, G. J. E. Nychas and M. Komaitis. 2005. RP- HPLC analysis of the phenolic compounds of plant extracts. Investigation of their antioxi-dant capacity and antimicrobial activity. J. Agric. Food Chem. 53:1190-1195.         [ Links ]

22. Torres, J., H. A. Rodríguez, E. Rodríguez y R. Arango. 2009. Aspectos bioquímicos de la resistencia del banano Musa acuminata al ataque del hongo Mycosphaerella fijiensis. Revista Tumbaga. 4:85-96.         [ Links ]

23. Vásquez, R., L. Ruesga, R. D´Addosio, G. Páez y M. Marín. 2008. Extracción de pectina a partir de la cáscara de plátano (Musa AAB, subgrupo plátano) clon Hartón. Revista de Facultad de Agronomía. (LUZ). 25:318-333. Disponible en línea: http://www.scielo.org.ve/scielo.phpscript=sci_arttext&pid=S037878182008000200008 [Dic. 12, 2010].         [ Links ]

24. Veitia, M. 1999. Mecanismos de resistencia de las plantas al ataque de patógenos. Postgrado de Fitopatología. Universidad Agraria de la Habana (UNAH). Cuba. 7 p.         [ Links ]

25. Velioglu, Y. S., G. Mazza, L. Gao and B. D. Oomah. 1998. Antioxidant activity and total phenolics in selected fruits, vegetables and grain products. J. Agric. Food Chem. 46:4113-4117.         [ Links ]