Evidencias de la transmisión acuática de Helicobacter Pylori

Milagro Fernández-Delgado ¹, Mónica Contreras ², María Alexandra García-Amado ³, Fabián Michelangeli ⁴ y Paula Suárez ⁵

¹ Licenciada en Bioanálisis, Universidad de Carabobo, Venezuela. Estudiante de Doctorado, Universidad Simón Bolívar, (USB) Sartenejas, Venezuela. e-mail: milagro.fernandez@gmail.com

² Doctora en Microbiología General, Université de Paris XI, París, Francia. Investigadora, Instituto Venezolano de Investigaciones Científicas (IVIC), Venezuela. e-mail: mocontre@ivic.ve

³ Doctora en Ciencias Biológicas, USB, Venezuela. Investigadora, IVIC, Venezuela. e-mail: magarcia@ivic.ve

⁴ Doctor en Fisiología, University of California, San Francisco, EEUU. Investigador, IVIC, Venezuela. e-mail: fabian@ivic.ve

⁵ Doctora en Ciencias Biológicas, USB, Venezuela. Profesora, USB, Venezuela. Dirección: Departamento de Biología de Organismos, USB, Caracas 1080, Venezuela. e-mail: psuarez@usb.ve.

RESUMEN

Helicobacter pylori es agente causal de gastritis y úlcera duodenal y juega un rol importante en el desarrollo del cáncer gástrico. Más de la mitad de la población mundial está infectada con este microorganismo, considerándose en la actualidad uno de los patógenos humanos de mayor importancia. En vista de la incertidumbre existente acerca de su transmisión ambiental y a la dificultad de su detección en fuentes no humanas, en este trabajo se realiza una revisión acerca de la presencia de H. pylori en distintas fuentes de agua y sus estrategias de supervivencia en ambientes acuáticos. Estudios epidemiológicos han establecido que el agua contaminada con materia fecal es una fuente de infección, principalmente en países en vías de desarrollo. Diferentes métodos han sido evaluados para su detección en muestras de agua. Se han desarrollado técnicas basadas en el cultivo en medios selectivos, inmunofluorescencia, hibridación in situ por fluorescencia y PCR. A pesar del éxito obtenido con algunos de estos métodos, hasta el presente no existe un procedimiento estándar para la detección de este microorganismo en el agua. La formación de biopelículas y la persistencia bajo el estado viable no cultivable (VNC) en el agua han sido propuestas como estrategias de supervivencia de H. pylori en el ambiente. Futuros trabajos deberían dirigirse a optimizar la detección de H. pylori en muestras ambientales para esclarecer la vía de transmisión asociada al medio acuático.

Evidences of aquatic transmission of Helicobacter Pylori

SUMMARY

Helicobacter pylori is a causing agent of gastritis and duodenal ulcer, and plays an important role in the etiology of stomach cancer. This organism infects over one half of the world population and it is currently considered as one of the most important human pathogens. In view of the existing uncertainty about its transmission from the environment and the difficulty of detecting it in non-human sources, a review is made in the present paper about the presence of H. pylori in different water sources and its survival strategies in aquatic environments. Epidemiological studies have established that, mainly in developing countries, water contaminated with feces is a source of infection. Different methods for detection in water have been evaluated. Techniques have been developed based on culture in selective media, immunofluorescence, in situ hybridization by fluorescence and PCR. Despite the success obtained with some of these methods, to date no standard procedure exists for the detection of this microorganism in water. Bio-film formation and the persistence in a viable non-cultivable (VNC) state in water have been proposed as survival strategies of H. pylori in the environment. Future work should focus on optimizing the detection of H. pylori in environmental samples so as to clarify the transmission path associated with the aquatic medium.

Evidências da transmisão aquática de Helicobacter Pylori

RESUMO

Helicobacter pylori é agente causal de gastrite e úlcera duodenal, e tem um papel importante no desenvolvimento do câncer gástrico. Mais da metade da população mundial está infectada com este microorganismo, considerando-se na atualidade um dos patógenos humanos de maior importância. Em vista da incertidumbre existente sobre sua transmissão ambiental e a dificuldade de sua detecção em fontes não humanas, neste trabalho se realiza uma revisão sobre a presença de H. pylori em distintas fontes de água e suas estratégias de sobrevivência em ambientes aquáticos. Estudos epidemiológicos têm estabelecido que a água contaminada com matéria fecal é uma fonte de infecção, principalmente em países em vias de desenvolvimento. Diferentes métodos têm sido avaliados para sua detecção em amostras de água. Tem-se desenvolvido técnicas baseadas no cultivo em meios seletivos, imunofluorescência, hibridização in situ por fluorescência e PCR. A pesar do sucesso obtido com alguns destes métodos, até o presente não existe um procedimento estándar para a detecção de este microorganismo na água. A formação de biopelículas e a persistência sob o estado viável não cultivável (VNC) na água tem sido propostas como estratégias de sobrevivência de H. pylori no ambiente. Futuros trabalhos deveriam dirigir-se a aperfeiçoar a detecção de H. pylori em amostras ambientais para esclarecer a via de transmissão associada ao meio aquático

Recibido: 16/08/2007. Modificado: 02/05/2008. Aceptado: 05/05/2008.

Helicobacter pylori es una bacteria patógena que coloniza el estómago de la mayoría de los humanos. Más del 50% de la población mundial se encuentra infectada, con proporciones superiores a 90% en países en vías de desarrollo, donde la mayoría de los casos son asintomáticos (Frenck y Clemens, 2003). La infección por H. pylori se puede adquirir durante la infancia, siendo mayor su prevalencia en grupos familiares grandes con alto hacinamiento y bajos niveles socioeconómicos y educacionales (Parsonnet, 1995; Malaty et al., 2002). En la actualidad, es considerada la causa más común de gastritis, úlceras gástricas y duodenales, adenocarcinoma y linfoma gástricos (Marshall et al., 1985; Blaser, 1990; Forman et al., 1991; Parsonnet et al., 1994). La habilidad de este microorganismo para causar enfermedad puede depender de la virulencia de la cepa infectante, la genética del hospedador y de factores ambientales (Clyne et al., 2007).

El modo de transmisión de este patógeno ha sido fuertemente debatido y hasta el momento no se ha determinado con exactitud (Engstrand, 2001; Kivi y Tindberg, 2006; Azevedo et al., 2007b). Dado que este microorganismo coloniza el tracto gastrointestinal, en particular la mucosa gástrica, y que se ha demostrado la presencia de formas potencialmente infecciosas en la saliva y las heces de individuos infectados, se han propuesto dos rutas de transmisión: la fecal-oral, mediante aguas contaminadas, y la oral-oral, mediante la saliva por contacto persona a persona e intrafamiliar (Drumm et al., 1990; Thomas et al., 1992; Madinier et al., 1997; Parsonnet et al., 1999; Leclerc et al., 2002). Se ha sugerido que la bacteria puede existir de forma natural en el ambiente (West et al., 1990; Klein et al., 1991; Shahamat et al., 1993). Estudios más recientes han evidenciado que el ambiente acuático puede ser un reservorio de H. pylori (Cellini et al., 2004; Carbone et al., 2005). Sin embargo, ninguna ruta per se es capaz de explicar con exactitud su transmisión. ¿Cómo el microorganismo abandona a su hospedador y entra en el ambiente?, ¿dónde reside en el ambiente? y ¿cuándo las personas adquieren la infección? son preguntas que todavía no han tenido respuesta (Parsonnet et al., 1999).

TABLA I

MÉTODOS DE DETECCIÓN DE Helicobacter pylori EN AMBIENTES ACUÁTICOS

En vista de la importancia que ha adquirido la infección por H. pylori en la salud pública mundial y la incertidumbre existente acerca de su transmisión acuática, en este trabajo se lleva a cabo una revisión acerca de la presencia de este patógeno en distintas fuentes de agua y sus estrategias de supervivencia en los ambientes acuáticos.

Las primeras evidencias sobre la ruta de transmisión acuática de este microorganismo a humanos fueron aportadas por estudios epidemiológicos realizados en algunos países en vías de desarrollo (Perú, Colombia, Chile y Venezuela). En Lima, Perú, Klein et al. (1991) demostraron la asociación entre la prevalencia de H. pylori en niños (48%) y el consumo de fuentes externas de agua (drenaje comunitario). Un estudio similar desarrollado con niños en un área rural de los Andes Colombianos determinó una prevalencia de H. pylori del 69%, incrementando las tasas de infección con el uso de arroyos como fuente de agua potable (Goodman et al., 1996). Otro trabajo realizado en una población chilena, encontró que la seropositividad a este patógeno fue superior a 60% en los grupos socioeconómicos más bajos, asociada al consumo de vegetales no procesados, los cuales pudieron haber sido irrigados con aguas residuales (Hopkins et al., 1993).

En Venezuela, Domínguez-Bello et al. (2002) encontraron que la frecuencia de infección por H. pylori es significativamente más alta (96%) durante los meses de lluvia, sugieriendo que esto podría ser debido a un aumento en la densidad bacteriana y/o a cambios de formas cocoides en estado de latencia a formas bacilares en división celular. Los resultados de estos estudios indican que el agua puede ser un intermediario en la transmisión fecal-oral, actuando como un reservorio en el cual la bacteria puede permanecer por períodos prolongados antes de ser ingerida como agua potable, accidentalmente durante el baño o a través de alimentos contaminados.

En los últimos 15 años, la mayoría de los estudios se han orientado al desarrollo de métodos que demuestren la presencia de H. pylori en el agua, los cuales han contribuido a la hipótesis de la transmisión acuática de este patógeno. El cultivo, la reacción en cadena de la polimerasa (PCR), la inmunofluorescencia y la hibridación in situ por fluorescencia (FISH) son los principales métodos que han sido utilizados para determinar la presencia de H. pylori en diferentes fuentes de agua (Tabla I). A continuación se describe brevemente cada uno de estos métodos.

El cultivo de H. pylori en ambientes distintos al estómago humano ha sido difícil, debido a cambios morfológicos de esta bacteria y al sobrecrecimiento o competencia de otros microorganismos. Se han realizado esfuerzos por cultivar esta bacteria en muestras de agua usando medios de crecimiento alternativos bajo condiciones microaerofílicas variables (Hulten et al., 1996; Lu et al., 2002; Degnan et al., 2003; Moreno et al., 2003; Carbone et al., 2005). Hasta el presente, se han reportado algunos casos de cultivo viable de este patógeno a partir de muestras de aguas residuales, agua marina y asociado al plancton, confirmando la presencia de H. pylori por análisis de secuencias del gen 16S del ARNr (Lu et al., 2002; Cellini et al., 2005; Fernández et al., 2007). Debido a las dificultades que presentan las técnicas tradicionales de cultivo en recuperar este microorganismo del ambiente, la PCR y la inmunofluorescencia han sido usadas exitosamente para la detección de H. pylori.

La PCR es un método que permite la amplificación de genes específicos para detectar H. pylori en distintas fuentes de agua. Algunos de ellos, como ureA (ureasa); hpaA (adhesina); cagA (gen que codifica para la proteína inmunodominante CagA en la isla de patogenicidad, PAI cagA); y glmM (fosfoglucosamina mutasa), son los comúnmente seleccionados con la finalidad de evitar la reactividad cruzada entre H. pylori y otras bacterias. Sin embargo, otras especies bacterianas estrechamente relacionadas y subespecies desconocidas del género Helicobacter podrían interferir en los ensayos de PCR (Engstrand, 2001).

Diversos trabajos han detectado por PCR a este patógeno en ambientes acuáticos de distintas partes del mundo, donde existe contaminación fecal animal o humana (Tabla I). Otros estudios han considerado la separación inmunomagnética como un paso previo a la PCR para mejorar la sensibilidad de este método molecular y obtener una mayor recuperación de ADN (Enroth y Engstrand, 1995; Hulten et al., 1996; Hulten et al., 1998). La separación inmunomagnética consiste en el uso de perlas magnéticas cubiertas de anticuerpos específicos para antígenos de superficie de bacterias patógenas, que se aplica para separar y concentrar estos microorganismos a partir de muestras heterogéneas (Enroth y Engstrand, 1995).

Las técnicas inmunológicas, entre ellas la inmunofluorescencia, son usadas para detectar, identificar y cuantificar antígenos en diferentes muestras. Esta técnica ha sido aplicada por algunos autores para determinar la presencia de H. pylori metabólicamente activa en fuentes de agua de consumo humano, utilizando un anticuerpo monoclonal anti-H. pylori marcado con un fluoróforo. En estos estudios se identificó H. pylori en muestras de agua y su asociación con la colonización gástrica (Tabla I); sin embargo, no se mostraron evidencias de la viabilidad de la bacteria en el agua. En vista que existen pocos estudios realizados con inmunofluorescencia y que el número de muestras no es representativo, se considera necesario nuevas investigaciones para demostrar la sensibilidad y especificidad de esta técnica inmunológica.

Otra técnica de gran utilidad para la detección de este patógeno en muestras de agua es la hibridación in situ por fluorescencia (Moreno et al., 2003; Piqueres et al., 2006), la cual ha demostrado ser efectiva para la visualización de ácidos nucleicos de microorganismos morfológicamente intactos en su ambiente. El proceso involucra marcar sondas de ADN o ARN acopladas a un fluoróforo, seguido de su hibridación con la muestra y finalmente la visualización de las células marcadas usando microscopía de fluorescencia (Amann et al., 1990).

Pocos estudios han evaluado la efectividad de FISH para la detección directa de células viables de H. pylori en muestras de agua dulce, potable, marina (Tabla I) y agua tratada con hipoclorito de sodio (Moreno et al. 2007). Aunque esta técnica necesita una evaluación más exhaustiva, ha demostrado ser sensible, específica, cuantitativa y rápida para detectar células completas de H. pylori en muestras ambientales.

Varias hipótesis han sido propuestas para explicar las estrategias de supervivencia de las bacterias patógenas como H. pylori en ambientes acuáticos. La formación de biopelículas, la asociación al plancton y el estado viable no cultivable (VNC) han sido las estrategias más importantes reportadas para este microorganismo y se describen a continuación.

Las biopelículas son comunidades complejas de microorganismos adheridas a superficies o asociadas a interfases (Davey y O’toole, 2000). La supervivencia de microorganismos patógenos, incluyendo a H. pylori, puede ser prolongada por la colonización activa de biopelículas como las encontradas en los sistemas de almacenamiento y distribución de agua potable. Las biopelículas le proporcionan a la microbiota asociada un sustrato que le permite su multiplicación, la adquisición de nutrientes, el mantenimiento de un ambiente fisicoquímico apropiado y la resistencia a agentes antimicrobianos (Davey y O’toole, 2000; Park et al., 2001).

Existen estudios in vitro que evidencian la formación de biopelículas por H. pylori en medio de cultivo (Mackay et al., 1999; Stark et al., 1999; Cole et al., 2004). Azevedo et al. (2003), utilizando una nueva tecnología basada en sondas fluorescentes denominada ácidos nucleicos peptídicos (PNA, por sus siglas en inglés), demostraron que H. pylori forma biopelículas con otros microorganismos en un modelo de sistema de agua potable.

Otros autores han determinado la formación natural de biopelículas de este microorganismo en el agua potable. Park et al. (2001) detectaron Helicobacter sp. en una biopelícula de agua potable tomada de un sistema municipal de distribución de agua localizado en el noreste de Escocia. Sin embargo, la detección por PCR no fue confirmada por análisis de secuencias y no excluye la posibilidad de falsos positivos. A diferencia del estudio realizado por Park et al. (2001), Bunn et al. (2002) y Watson et al. (2004) demostraron la presencia del ADN de H. pylori en material de biopelículas de sistemas de distribución de agua, mediante la confirmación de la secuencia del gen 16S del ARNr. Trabajos recientes realizados por Braganra et al. (2007) detectaron mediante FISH, células de H. pylori en forma espiral (forma activa de la bacteria) en biopelículas presentes en sistemas de distribución de agua potable. Estos resultados evidencian que el agua potable puede ser una ruta de transmisión de H. pylori y que las biopelículas pueden actuar como ambientes de acumulación pasiva de especies de Helicobacter o como un reservorio importante de infección.

Asociación de H. pylori al plancton

Se ha demostrado que las bacterias asociadas al plancton en ambientes acuáticos sobreviven por períodos más prolongados que en su forma libre, posiblemente como una adaptación a los bajos niveles de nutrientes. El plancton provee de una fuente de C y N, así como protección contra el estrés y los cambios ambientales. La asociación de H. pylori al plancton ha sido de particular interés en tres estudios desarrollados en ambientes marinos. Se ha observado igualmente que la presencia de H. pylori fue mayor cuando ocurre la surgencia de copépodos (crustáceos microscópicos que forman parte del plancton), sugiriendo que estos organismos podrían representar un microhábitat favorable para la bacteria (Cellini et al., 2004; Carbone et al., 2005; Fernández et al., 2007). Adicionalmente, Cellini et al. (2005) demostraron que H. pylori podía salir del estado VNC solamente en presencia de un copépodo marino (Tigriopus fulvus), aportando evidencias sobre el papel de estos crustáceos en la supervivencia y transmisión de H. pylori. Otros estudios experimentales han reportado que H. pylori es capaz de propagarse y permanecer viable por muchas semanas dentro de una amiba de vida libre (Acanthamoeba castellanii) bajo condiciones experimentales (Winiecka-Krusnell et al., 2002). De forma similar a lo que ocurre con el plancton, esta amiba le aporta nutrientes y condiciones favorables a la bacteria para su crecimiento, y puede contribuir a su persistencia y propagación en el ambiente.

Por otra parte, Azevedo et al. (2006) demostraron que H. pylori forma agregados que se adhieren a superficies abióticas expuestas al agua. Las superficies de cobre fueron especialmente favorables para la permanencia de la bacteria en su forma espiral, así como para la formación de un gran número de aglomerados. Los autores sugieren que la coagregación con los consorcios heterotróficos autóctonos existentes en el agua es necesaria para la supervivencia a largo plazo de H. pylori a biopelículas asociadas a sistemas de agua potable. El estudio de la adhesión de H. pylori al plancton y a otras superficies abióticas en los ambientes acuáticos es importante para descifrar sus mecanismos de supervivencia y es un área que requiere de mayor investigación.

Al entrar en contacto con el agua, H. pylori es capaz de adoptar el estado VNC, transformándose de la forma típica espiral a una forma cocoide que probablemente dificulta su cultivo (Oliver, 2005; Bellack et al., 2006). Algunos autores consideran que la transformación a la forma cocoide puede ser la manifestación de la muerte celular (Kusters et al., 1997; Azevedo et al., 2004; Bellack et al., 2006) mientras que otros autores consideran que este estado es una forma durmiente y viable (Mizoguchi et al., 1998; Sisto et al., 2000; Adams et al., 2003; Saito et al., 2003; Oliver, 2005; Queralt y Araujo, 2007). Recientemente, Azevedo et al. (2007a) demostraron que la transformación a la forma cocoide es un proceso biológico activo que le permite a la bacteria protegerse de las condiciones adversas del ambiente. Por otra parte, Chaput et al. (2006) y Nagai et al. (2007) demostraron que la conversión de H. pylori a su forma cocoide en las células gástricas e intestinales estimula el sistema inmune del hospedador, indicando que la morfología cocoide es una forma viable y activa de la bacteria. En todo caso, la transformación de la bacteria a la forma cocoide y al estado VNC debe ser motivo de investigaciones más exhaustivas a fin de comprender las estrategias que utiliza este microorganismo para sobrevivir en el medio acuático.

Azevedo et al. (2008) evaluaron la viabilidad de diferentes especies de Helicobacter en agua en condiciones in vitro mediante técnicas de cultivo y de integridad de la membrana. Estos autores demostraron que diferentes cepas de Helicobacter pueden sobrevivir en agua por periodos prolongados, observando que H. pylori posee el mayor tiempo de supervivencia, sin encontrar diferencias entre especies gástricas y enterohepáticas. Este trabajo aporta evidencia del rol del agua en la transmisión de diferentes especies de Helicobacter.

La determinación de la viabilidad de H. pylori en el agua ha sido difícil, debido a que los métodos usados y descritos anteriormente deben mejorarse para distinguir entre células vivas y muertas (Bellack et al., 2006). La presencia de esta bacteria es sobreestimada por PCR, ya que esta técnica puede detectar el ADN de células muertas no viables o VNC, mientras que las técnicas de cultivo subestiman la presencia de este microorganismo debido a que la forma cocoide podría ser no cultivable (Queralt y Araujo, 2007)

La asociación al plancton, la formación de biopelículas y el estado VNC se han reportado también para otras bacterias patógenas de transmisión acuática como Vibrio cholerae (). En V. cholerae se ha demostrado la importancia de estas estrategias para la supervivencia y transmisión de esta bacteria en el medio acuático (Lipp et al., 2002; Lipp et al., 2003; Faruque et al., 2006). Recientemente se reportó que V. cholerae y H. pylori pueden coexistir en un medio de cultivo para aislar H. pylori a partir de muestras de agua, plancton e invertebrados marinos en las costas de Venezuela (Fernández et al., 2007). Estos resultados evidencian que el agua puede ser una ruta de transmisión común para estas dos bacterias, aunque se requieren más estudios para demostrarlo.

Las evidencias epidemiológicas y microbiológicas indican la posibilidad que el agua actúe como un reservorio en la transmisión fecal-oral de H. pylori. La detección de este microorganismo en muestras de agua ha sido motivo de controversia, debido a que no existe una técnica estándar para su estudio. El cultivo de esta bacteria directamente del agua ha sido difícil, probablemente debido a su conversión a una forma no cultivable y al sobrecrecimiento de otros microorganismos en medios selectivos que arrojan resultados falsos negativos. Otras técnicas utilizadas para su detección en agua, tales como la PCR, FISH y la inmunofluorescencia, pueden arrojar resultados falsos positivos. Futuras investigaciones deberían dirigirse a optimizar las condiciones de cultivo de H. pylori en muestras de agua y continuar los estudios sobre los reservorios ambientales implicados en las vías de transmisión de este patógeno humano.

1. Adams BL, Bates TC, Oliver JD (2003) Survival of Helicobacter pylori in a natural freshwater environment. Appl. Env. Microbiol. 69: 7462-7466.        [ Links ]

2. Amann RI, Krumholz L, Stahl DA (1990) Fluorescent-oligonucleotide probing of whole cells for determinative, phylogenetic, and environmental studies in microbiology. J. Bacteriol. 172: 762-770.        [ Links ]

3. Azevedo NF, Vieira MJ, Keevil CW (2003) Establishment of a continuous model system to study Helicobacter pylori survival in potable water biofilms. Water Sci. Technol. 47: 155-160.        [ Links ]

4. Azevedo NF, Pacheco AP, Keevil CW, Vieira MJ (2004) Nutrient shock and incubation atmosphere influence recovery of culturable Helicobacter pylori from water. Appl. Env. Microbiol. 70: 490-493.        [ Links ]

5. Azevedo NF, Pacheco AP, Keevil CW, Vieira MJ (2006) Adhesion of water stressed Helicobacter pylori to abiotic surfaces. J. Appl. Microbiol. 101: 718-724.        [ Links ]

6. Azevedo NF, Almeida C, Cerqueira L, Dias S, Keevil CW, Vieira MJ (2007a) Coccoid form of Helicobacter pylori as a morphological manifestation of cell adaptation to the environment. Appl. Env. Microbiol. 73: 3423-3427.        [ Links ]

7. Azevedo NF, Guimarães N, Figueiredo C, Keevil CW, Vieira MJ (2007b) A new model for the transmission of Helicobacter pylori: role of environmental reservoirs as gene pools to increase strain diversity. Crit. Rev. Microbiol. 33: 157-169.        [ Links ]

8. Azevedo NF, Almeida C, Fernandes I, Cerqueira L, Dias S, Keevil CW, Vieira MJ (2008) Survival of gastric and enterohepatic Helicobacter spp. in water: implications for transmission. Appl. Environ. Microbiol. 74: 1805-1811.        [ Links ]

9. Baker KH, Hegarty JP (2001) Presence of Helicobacter pylori in drinking water is associated with clinical infection. Scand. J. Infect. Dis. 33: 744-746.        [ Links ]

10. Bellack NR, Koehoorn MW, MacNab YC, Morshed MG (2006) A conceptual model of water’s role as a reservoir in Helicobacter pylori transmission: a review of the evidence. Epidemiol. Infect. 134: 439-449.        [ Links ]

11. Blaser MJ (1990) Helicobacter pylori and the pathogenesis of gastroduodenal inflammation. J. Infect. Dis. 161: 626-633.        [ Links ]

12. Borroto RJ (1998) Survival of Vibrio cholerae O1 in freshwater surface and endemic cholera: a geological hypothesis. Rev. Panam. Salud Públ. 4: 371-374.        [ Links ]

13. Braganra SM, Azevedo NF, Simões LC, Keevil CW, Vieira MJ (2007) Use of fluorescent in situ hybridisation for the visualisation of Helicobacter pylori in real drinking water biofilms. Water Sci. Technol. 55: 387-393.        [ Links ]

14. Bunn JE, MacKay WG, Thomas JE, Reid DC, Weaver LT (2002) Detection of Helicobacter pylori DNA in drinking water biofilms: implications for transmission in early life. Lett. Appl. Microbiol. 34: 450-454.        [ Links ]

15. Carbone M, Maugeri TL, Gugliandolo C, La Camera E, Biondo C, Fera MT (2005) Occurrence of Helicobacter pylori DNA in the coastal environment of southern Italy (Straits of Messina). J. Appl. Microbiol. 98: 768-774.        [ Links ]

16. Cellini L, Del Vecchio A, Di Candia M, Di Campli E, Favaro M, Donelli G (2004) Detection of free and plankton-associated Helicobacter pylori in seawater. J. Appl. Microbiol. 97: 285-292.        [ Links ]

17. Cellini L, Di Campli E, Grande R, Di Bartolomeo S, Prenna M, Pasquantonio MS, Pane L (2005) Detection of Helicobacter pylori associated with zooplancton. Aquat. Microb. Ecol. 40: 115-120.        [ Links ]

18. Chaput C, Ecobichon C, Cayet N, Girardin SE, Werts C, Guadagnini S, Prévost MC, Mengin-Lecreulx D, Labigne A, Boneca IG (2006) Role of AmiA in the morphological transition of Helicobacter pylori and in immune escape. PLoS Pathog. 2: 844-851.        [ Links ]

19. Clyne M, Dolan B, Reeves EP (2007) Bacterial factors that mediate colonization of the stomach and virulence of Helicobacter pylori. FEMS Microbiol. Lett. 268: 135–143.        [ Links ]

20. Cole SP, Harwood J, Lee R, She R, Guiney DG (2004) Characterization of monospecies biofilm formation by Helicobacter pylori. J. Bacteriol. 186: 3124-3132.        [ Links ]

21. Davey ME, O’toole GA (2000) Microbial biofilms: from ecology to molecular genetics. Microbiol. Mol. Biol. Rev. 64: 847-867.        [ Links ]

22. Degnan AJ, Sonzogni WC, Standridge JH (2003) Development of a plating medium for selection of Helicobacter pylori from water samples. Appl. Env. Microbiol. 69: 2914-2918.         [ Links ]

23. Domínguez-Bello MG, Beker B, Guelrud M, Vivas J, Peraza S, Pérez ME, Pericchi LR (2002) Short report: socioeconomic and seasonal variations of Helicobacter pylori infection in patients in Venezuela. Am. J. Trop. Med. Hyg. 66: 49-51.        [ Links ]

24. Drumm B, Pérez-Pérez GI, Blaser MJ, Sherman PM (1990) Intrafamilial clustering of Helicobacter pylori infection. N. Engl. J. Med. 322: 359-63.        [ Links ]

25. Engstrand L (2001) Helicobacter in water and waterborne routes of transmission. J. Appl. Microbiol. 90: 80S-84S.        [ Links ]

26. Enroth H, Engstrand L (1995) Immunomagnetic separation and PCR for detection of Helicobacter pylori in water and stool specimens. J. Clin. Microbiol. 33: 2162-2165.        [ Links ]

27. Faruque SM, Biswas K, Udden SM, Ahmad QS, Sack DA, Nair GB, Mekalanos JJ (2006) Transmissibility of cholera: in vivo-formed biofilms and their relationship to infectivity and persistence in the environment. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 103: 6350-6355.        [ Links ]

28. Fernández M, Contreras M, Suárez P, Gueneau P, García-Amado MA (2007) Use of HP selective medium to detect Helicobacter pylori associated with other enteric bacteria in seawater and marine molluscs. Lett. Appl. Microbiol. 45: 213-218.        [ Links ]

29. Forman D, Newell DG, Fullerton F, Yarnell JW, Stacey AR, Wald N, Sitas F (1991) Association between infection with Helicobacter pylori and risk of gastric cancer: evidence from a prospective investigation. Br. Med. J. 302: 1302-1305.        [ Links ]

30. Frenck Jr RW, Clemens J (2003) Helicobacter in the developing world. Microb. Infect. 5: 705-713.        [ Links ]

31. Fujimura S, Kato S, Kawamura T (2004) Helicobacter pylori in Japanese river water and its prevalence in Japanese children. Lett. Appl. Microbiol. 38: 517-521.        [ Links ]

32. Goodman KJ, Correa P, Tengana Aux HJ, Ramírez H, DeLany JP, Guerrero Pepinosa O, López Quiñones M, Collazos Parra T (1996) Helicobacter pylori infection in the Colombian Andes: A population-based study of transmission pathways. Am. J. Epidemiol. 144: 290-299.        [ Links ]

33. Hegarty JP, Dowd MT, Baker KH (1999) Occurrence of Helicobacter pylori in surface water in the United States. J. Appl. Microbiol. 87: 697-701.        [ Links ]

34. Hopkins RJ, Vial PA, Ferreccio C, Ovalle J, Prado P, Sotomayor V, Russell RG, Wasserman SS, Morris JG Jr (1993) Seroprevalence of Helicobacter pylori in Chile: vegetables may serve as one route of transmission. J. Infect. Dis. 168: 222-226.        [ Links ]

35. Horiuchi T, Ohkusa T, Watanabe M, Kobayashi D, Miwa H, Eishi Y (2001) Helicobacter pylori DNA in drinking water in Japan. Microbiol. Immunol. 45: 515-519.        [ Links ]

36. Hulten K, Han SW, Enroth H, Klein PD, Opekun AR, Gilman RH, Evans DG, Engstrand L, Graham DY, El-Zaatari FA (1996) Helicobacter pylori in the drinking water in Peru. Gastroenterology 110: 1031-1035.        [ Links ]

37. Hulten K, Enroth H, Nystrom T, Engstrand L (1998) Presence of Helicobacter species DNA in Swedish water. J. Appl. Microbiol. 85: 282-286.        [ Links ]

38. Kivi M, Tindberg Y (2006) Helicobacter pylori occurrence and transmission: a family affair? Scand. J. Infect. Dis. 38: 407-417.        [ Links ]

39. Klein PD, Graham DY, Gaillour A, Opekun AR, Smith EO (1991) Water source as risk factor for Helicobacter pylori infection in Peruvian children. Lancet 337: 1503-1506.        [ Links ]

40. Kusters JG, Gerrits MM, Van Strijp JA, Vandenbroucke-Grauls CM (1997) Coccoid forms of Helicobacter pylori are the morphologic manifestation of cell death. Infect. Immun. 65: 3672-3679.        [ Links ]

41. Leclerc H, Schwartzbrod L, Dei-Cas E (2002) Microbial agents associated with waterborne diseases. Crit. Rev. Microbiol. 28: 371-409.        [ Links ]

42. Lipp EK, Huq A, Colwell RR (2002) Effects of global climate on infectious disease: the cholera model. Clin. Microbiol. Rev. 15: 757-770.         [ Links ]

43. Lipp EK, Rivera IN, Gil AI, Espeland EM, Choopun N, Louis VR, Russek-Cohen E, Huq A, Colwell RR (2003) Direct detection of Vibrio cholerae and ctxA in Peruvian coastal water and plankton by PCR. Appl. Env. Microbiol. 69: 3676-3680.        [ Links ]

44. Lu Y, Redlinger TE, Avitia R, Galindo A, Goodman K (2002) Isolation and genotyping of Helicobacter pylori from untreated municipal wastewater. Appl. Env. Microbiol. 68: 1436-1439.        [ Links ]

45. MacKay WG, Gribbon LT, Barer MR, Reid DC (1999) Biofilms in drinking water systems: a possible reservoir for Helicobacter pylori?. J. Appl. Microbiol. 85: 52S-59S.        [ Links ]

46. Madinier IM, Fosse TM, Monteil RA (1997) Oral carriage of Helicobacter pylori: a review. J. Periodontol. 68: 2-6.        [ Links ]

47. Malaty HM, El-Kasabany A, Graham DY, Miller CC, Reddy SG, Srinivasan SR, Yamaoka Y, Berenson GS (2002) Age at acquisition of Helicobacter pylori infection: a follow-up study from infancy to adulthood. Lancet 359: 931-935.        [ Links ]

48. Marshall BJ, McGechie DB, Rogers PA, Glancy RJ (1985) Pyloric Campylobacter infection and gastroduodenal disease. Med. J. Aust. 142: 439-444.        [ Links ]

49. Mazari-Hiriart M, López-Vidal Y, Castillo-Rojas G, Ponce de León S, Cravioto A (2001) Helicobacter pylori and other enteric bacteria in freshwater environments in Mexico City. Arch. Med. Res. 32: 458-467.        [ Links ]

50. Mazari-Hiriart M, López-Vidal Y, Ponce-de-León S, Calva JJ, Rojo-Callejas F, Castillo-Rojas G (2005) Longitudinal study of microbial diversity and seasonality in the Mexico City metropolitan area water supply system. Appl. Env. Microbiol. 71: 5129-5137.        [ Links ]

51. McKeown I, Orr P, Macdonald S, Kabani A, Brown R, Coghlan G, Dawood M, Embil J, Sargent M, Smart G, Bernstein CN (1999) Helicobacter pylori in the Canadian Arctic: Seroprevalence and detection in community water samples. Am. J. Gastroenterol. 94: 1823-1829.        [ Links ]

52. Mizoguchi H, Fujioka T, Kishi K, Nishizono A, Kodama R, Nasu M (1998) Diversity in protein synthesis and viability of Helicobacter pylori coccoid forms in response to various stimuli. Infect. Immun. 66: 5555-5560.        [ Links ]

53. Moreno Y, Ferrus MA, Alonso JL, Jiménez A, Hernández J (2003) Use of fluorescent in situ hybridization to evidence the presence of Helicobacter pylori in water. Water Res. 37: 2251-2256.        [ Links ]

54. Moreno Y, Piqueres P, Alonso JL, Jiménez A, González A, Ferrús MA (2007) Survival and viability of Helicobacter pylori after inoculation into chlorinated drinking water. Water Res. 41: 3490-3496.        [ Links ]

55. Nagai S, Mimuro H, Yamada T, Baba Y, Moro K, Nochi T, Kiyono H, Suzuki T, Sasakawa C, Koyasu S (2007) Role of Peyer’s patches in the induction of Helicobacter pylori-induced gastritis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 104: 8971-8976.        [ Links ]

56. Oliver JD (2005) The viable but nonculturable state in bacteria. J. Microbiol. 43: 93-100.        [ Links ]

57. Park SR, Mackay WG, Reid DC (2001) Helicobacter sp. recovered from drinking water biofilms sampled from a water distribution system. Water Res. 35: 1624-1626.        [ Links ]

58. Parsonnet J (1995) The incidence of Helicobacter pylori infection. Alim. Pharmacol. Ther. 9: 45-51.        [ Links ]

59. Parsonnet J, Hansen S, Rodríguez L, Gelb AB, Warnke RA, Jellum E, Orentreich N, Vogelman JH, Friedman GD (1994) Helicobacter pylori infection and gastric lymphoma. N. Engl. J. Med. 330: 1267-1271.        [ Links ]

60. Parsonnet J, Shmuely H, Haggerty T (1999) Fecal and oral shedding of Helicobacter pylori from healthy infected adults. JAMA 282: 2240-2245.        [ Links ]

61. Piqueres P, Moreno Y, Alonso JL, Ferrus MA (2006) A combination of direct viable count and fluorescent in situ hybridization for estimating Helicobacter pylori cell viability. Res. Microbiol. 157: 345-349.        [ Links ]

62. Queralt N, Araujo R (2007) Analysis of the survival of H. pylori within a laboratory-based aquatic model system using molecular and classical techniques. Microb. Ecol. 54: 771-777.        [ Links ]

63. Queralt N, Bartolomé R, Araujo R (2005) Detection of Helicobacter pylori DNA in human faeces and water with different levels of faecal pollution in the north-east of Spain. J. Appl. Microbiol. 98: 889-895.        [ Links ]

64. Saito N, Konishi K, Sato F, Kato M, Takeda H, Sugiyama T, Asaka M (2003) Plural transformation-processes from spiral to coccoid Helicobacter pylori and its viability. J. Infect. 46: 49-55.        [ Links ]

65. Sasaki K, Tajiri Y, Sata M, Fujii Y, Matsubara F, Zhao M, Shimizu S, Toyonaga A, Tanikawa K (1999) Helicobacter pylori in the natural environment. Scand. J. Infect. Dis. 31: 275-279.        [ Links ]

66. Shahamat M, Mai U, Paszko-Kolva C, Kessel M, Colwell RR (1993) Development of two PCR-based techniques for detecting helical and coccoid forms of Helicobacter pylori. J. Clin. Microbiol. 42: 3613-3619.        [ Links ]

67. Sisto F, Brenciaglia MI, Scaltrito MM, Dubini F (2000) Helicobacter pylori: ureA, cagA and vacA expression during conversion to the coccoid form. Int. J. Antimicrob. Agents 15: 277-282.        [ Links ]

68. Stark RM, Gerwig GJ, Pitman RS, Potts LF, Williams NA, Greenman J, Weinzweig IP, Hirst TR, Millar MR (1999) Biofilm formation by Helicobacter pylori. Lett. Appl. Microbiol. 28: 121-126.        [ Links ]

69. Thomas JE, Gibson GR, Darboe MK, Dale A, Weaver LT (1992) Isolation of Helicobacter pylori from human faeces. Lancet 340: 1194-1195.        [ Links ]

70. Watson CL, Owen RJ, Said B, Lai S, Lee JV, Surman-Lee S, Nichols G (2004) Detection of Helicobacter pylori by PCR but not culture in water and biofilm samples from drinking water distribution systems in England. J. Appl. Microbiol. 97: 690-698.        [ Links ]

71. West AP, Millar MR, Tompkins DS (1990) Survival of Helicobacter pylori in water and saline. J. Clin. Pathol. 43: 609.        [ Links ]

72. Winiecka-Krusnell J, Wreiber K, von Euler A, Engstrand L, Linder E (2002) Free-living amoebae promote growth and survival of Helicobacter pylori. Scand. J. Infect. Dis. 34: 253-256.        [ Links ] ]]> 1 2003 69 7462-7466 2 1990 172 762-770 3 2003 47 155-160 4 2004 70 490-493 5 2006 101 718-724 6 2007 a 73 3423-3427 7 2007 b 33 157-169 8 2008 74 1805-1811 9 2001 33 744-746 10 2006 134 439-449 11 1990 161 626-633 12 1998 4 371-374 13 2007 55 387-393 14 2002 34 450-454 15 2005 98 768-774 16 2004 97 285-292 17 2005 40 115-120 18 2006 2 844-851 19 2007 268 135-143 20 2004 186 3124-3132 21 2000 64 847-867 22 2003 69 2914-2918 23 2002 66 49-51 24 1990 322 359-63 25 2001 90 80S-84S 26 1995 33 2162-2165 27 2006 103 6350-6355 28 2007 45 213-218 29 1991 302 1302-1305 30 2003 5 705-713 31 2004 38 517-521 32 1996 144 290-299 33 1999 87 697-701 34 1993 168 222-226 35 2001 45 515-519 36 1996 110 1031-1035 37 1998 85 282-286 38 2006 38 407-417 39 1991 337 1503-1506 40 1997 65 3672-3679 41 2002 28 371-409 42 2002 15 757-770 43 2003 69 3676-3680 44 2002 68 1436-1439 45 1999 85 52S-59S 46 1997 68 2-6 47 2002 359 931-935 48 1985 142 439-444 49 2001 32 458-467 50 2005 71 5129-5137 51 1999 94 1823-1829 52 1998 66 5555-5560 53 2003 37 2251-2256 54 2007 41 3490-3496 55 2007 104 8971-8976 56 2005 43 93-100 57 2001 35 1624-1626 58 1995 9 45-51 59 1994 330 1267-1271 60 1999 282 2240-2245 61 2006 157 345-349 62 2007 54 771-777 63 2005 98 889-895 64 2003 46 49-55 65 1999 31 275-279 66 1993 42 3613-3619 67 2000 15 277-282 68 1999 28 121-126 69 1992 340 1194-1195 70 2004 97 690-698 71 1990 43 609 72 2002 34 253-256