CLAVE DE LAS ESPECIES DE CULICOIDES (DIPTERA: CERATOPOGONIDAE) ASOCIADAS CON LA GANADERÍA EN LA REGIÓN NEOTROPICAL.
Gustavo J. Perruolo
Centro de Estudios de Vectores de Enfermedades (CEVE), Universidad Nacional Experimental del Táchira.San Cristóbal, Venezuela. E-mail: gustavoperruolo@Yahoo.es
RESUMEN
Se realizó una clave utilizando las características de las alas para la identificación sencilla de las 24 especies de Culicoides que son atraídas por los bovinos en la región neotropical, con el fin, de obtener datos de campo para el monitoreo del mapa de distribución de las especies que los atacan y detectar la prevalencia de los posibles vectores del virus de Lengua Azul.
Palabras clave: Clave, Culicoides, ganadería, lengua azul, región neotropical.
Keys of Species of Culicoides (Diptera: Ceratopogonidae) Associated with Cattle Operations in Neotropical Region.
ABSTRACT
Key words: Key, Culicoides, cattle operations, bluetongue virus, neotropical region.
Recibido: 20 / 11 / 2007. Aceptado: 04 / 03 / 2008.
INTRODUCCIÓN
Borkent y Spinelli [2] mencionan para la región Neotropical 272 especies vivientes que conforman el género Culicoides Latreille, el cual es particularmente importante desde el punto de vista sanitario, y el mejor representado numéricamente. En Venezuela, sus especies son conocidas vulgarmente como “jejenes” [18]. La importancia sanitaria de las especies de este género ha sido puntualizada por numerosos autores [1, 4, 12, 13, 24]. Todos señalan las consecuencias que provocan las picaduras de los jejenes, así como el rol que estos insectos cumplen como vectores de agentes patógenos.
Las principales especies transmisoras del virus de lengua azul (VLA) son C. variipennis (Coquillett), 1901, para América del Norte; C. insignis Lutz, 1913 y C. pusillus Lutz, 1913. en el Caribe, Centro y Sur América [3, 8, 17, 20, 23].
En Venezuela, diversas investigaciones serológicas realizadas en varias entidades federales, han demostrado que el VLA se encuentra en bovinos nativos. Siger y col. [21], Pérez-Barrientos y col [16], detectaron anticuerpos séricos del VLA en bovinos de los estados Zulia, Táchira, Apure, Aragua, Monagas, Delta Amacuro y Lara, mediante la prueba de inmunodifusión en agar (IDA) y antígeno del VLA.
A pesar de las diversas investigaciones serológicas realizadas, los estudios asociados a los Culicoides no se han efectuado hasta el presente, en los Estados Venezolanos de vocación ganadera [17]. Es necesario el conocimiento de los aspectos ecológicos y potencial vectorial de las principales especies de Culicoides que parasitan al ganado bovino en los Estados ganaderos del país, con esta información se pueden programar campañas eficientes de prevención y control de la enfermedad [19].
La clave en estudio, simplifica la identificación específica de las especies neotropicales del género Culicoides, que son atraídas por el ganado bovino (Bos taurus-indicus) y por lo tanto se pueden considerar potenciales vectores de enfermedades transmitidas a estos rumiantes.
]]> Esta clave es una innovación que simplificaría la identificación de estos dípteros, ya que utiliza solo un pequeño número de características de las alas y evita el uso de otros parámetros taxonómicos que se utilizan para separar a estas especies, pero que necesitan una detallada observación y medidas de las antenas, palpos, espermatecas, tibias, etc.Esta clave es práctica y de uso fácil para persona con conocimientos básicos de entomología.
MATERIALES Y MÉTODOS
Para la realización de esta clave se utilizaron microfotografías del material entomológico del autor, depositado en el Museo de Zoología de la Universidad Nacional Experimental del Táchira y fotografías de las alas ilustradas en el “Atlas de alas de culicoides neotropicales” de Wirth y col. [24]. (Marcadas con un número en las imágenes).
La lista de especies involucradas en las zonas ganaderas fue recopilada gracias a los trabajos realizados en la zona del Caribe: Barbados, Jamaica Trinidad, St. Croix, Islas Vírgenes y Puerto Rico. [3, 5-8, 22]. En Centro América, las colectas realizadas en Costa Rica, El Salvador, Guatemala, Honduras, Nicaragua y Panamá [5, 15] y Sur América: Argentina, Brasil, Colombia [4, 10, 11, 19].
Para Venezuela se utilizaron los trabajos de Perruolo [17], Ramírez [18] y las colectas realizadas por el autor en los estados: Apure, Amazona, Barinas, Delta Amacuro, Táchira y Zulia.
La captura se realizó utilizando trampas de luz CDC y New Jersey.
Los ejemplares se colocan en láminas porta objetos utilizando bálsamo de Canadá y se observan en microscopio con objetivo de 10x.
En las colectas se atraen otros dípteros con manchas en las alas pero el género Culicoides se puede identificar fácilmente por las siguientes características:
Un ala con vena transversal radio-mediana ¨r-m¨ presente, celdas radiales desarrolladas, segunda celda radial sobrepasa la mitad del ala, vena anterior M bifurcada, vena cubital CuA bifurcada en la mitad del ala o más. FIG. A.
]]> Para utilizar la clave se ubican las diversas partes del ala: poseen manchas, máculas o áreas de color blanco mate, además de abundancia o no de pequeñas cerdas llamadas macrotriquias que cubren la superficie del ala. También se pueden encontrar las venas y las celdas: El nombre de las ´´venas´´ son: Mediana ´´M´´, cuando ésta se bifurca forman las Venas M1 y M2; la Cubital CuA se divide en dos CuA1 y CuA2. Las celdas reciben el nombre de las venas que la bordean: Primera y segunda celdas radiales, celda r3, celdas m1, m2, cua y anal. [17, 24]. FIG. A.RESULTADOS Y DISCUSIÓN
Estudios realizados en diversos países de la zona del caribe, centro y sur América, en colectas de jejenes asociados con bovinos [3-7, 9, 10, 17, 20, 22], han reportado 24 especies de este género y su importancia del rol de estos dípteros como vectores del virus de la lengua azul en bovinos.
Las 24 especies de Culicoides que se usaron para elaborar esta clave gráfica son por orden alfabetico: C. antunesi Forattini, 1954, citada para Brasil [11]; C. arubae Fox and Hoffman, 1944, colectada en Panamá y Venezuela [2, 18]; C. borinqueni Fox and Hoffman, 1944, capturada en Puerto Rico, Jamaica y St. Croix [3, 5, 6, 8]; C. crepuscularis Malloch, 1915, en Costa Rica, Guatemala, San Salvador y Honduras [2, 9, 10, 14, 20]; C. debilipalpis Lutz, 1913 citada para Guatemala, Costa Rica, Panamá, Colombia y Venezuela [9, 10, 14, 18]; C. diabolicus Hoffman, 1925, colectada en Colombia y Panamá [17]; C. fernandoi Tavares and Souza, 1979, capturada en Brasil, Colombia, Argentina y Uruguay [2, 4, 10, 18]; C. filarifer Hoffman, 1939, en México, Guatemala, San Salvador, Honduras, Nicaragua, Costa Rica, Panamá, Tobago, Trinidad y Colombia [2, 9, 10, 14, 20]; C. flavivenulus Costa Lima, 1937, en Brasil, Guayana Francesa, Trinidad y Venezuela [2, 18, 18]; C. foxi Ortiz, 1950, colectada en Puerto Rico, Jamaica, Guatemala, Honduras, Costa Rica, Tobago, Brasil, Colombia, Panamá y Venezuela [2, 3, 6, 9, 10, 18, 20, 23] ; C. furens (Poey), 1853 citada para Puerto Rico, St. Croix, Barbado, Isla Caimán, Jamaica, Guatemala, San Salvador, Costa Rica, Panamá, Tobago, Trinidad y Venezuela [2, 3, 6, 9, 10, 18, 20, 23]; C. guttatus (Coquillett), 1904, en Brasil, Paraguay, Argentina, Colombia, Guatemala, Panamá, Honduras, Guayana y Venezuela [2, 10, 14, 18, 19]; C. hoffmani Fox, 1946, en Belice, Jamaica, Costa Rica, Barbados, Trinidad y Tobago [6, 7, 9, 14]; C. insignis Lutz, 1913 especie colectada en Brasil, Puerto Rico, St. Croix, Barbados, Isla Caimán, Jamaica, Guatemala, Honduras, Nicaragua, Costa Rica, Panamá, Tobago, Trinidad, Colombia, Argentina, Brasil y Venezuela [2-14, 17-20, 22, 23]; C. iriartei Fox, 1952 en Guatemala, Hondura, Nicaragua, Costa Rica, Panamá, Tobago y Venezuela [9, 14, 18, 20, 23]; C. jamaicensis Edwards, 1922, colectada en Isla Caimán, Costa Rica, St. Croix, Barbado, Jamaica, Guatemala, San Salvador, Hondura y Nicaragua [2, 5-9, 14, 20]; C. leopoldoi Ortiz, 1951 en Argentina, Bolivia, Brasil, Colombia, Ecuador, Trinidad, Hondura, Costa Rica, Panamá y Venezuela [4, 9, 10, 11, 18]; C. limai Barretto, 1944, citada para San Salvador, Costa Rica, Panamá, Ecuador, Argentina, Colombia y Brasil [4, 9, 10, 11]; C. neopulicaris Wirth,1955, colectada en Guatemala, Hondura, Costa Rica, Panamá, Tobago, Trinidad y Colombia [5, 9, 10, 14, 20]; C. panamensis Barbosa, 1947, en Isla Caimán, Jamaica, Guatemala, San Salvador, Costa Rica y Panamá [3, 5, 6, 9, 14]; C. phebotomus (Williston), 1896, en St. Croix, Panamá, Tobago, Trinidad y Venezuela [2, 5, 8, 9, 18]; C. pusillus Lutz, 1913, colectada en Brasil, Puerto Rico, St. Croix, Barbado, Isla Caimán, Jamaica, Guatemala, San Salvador, Honduras, Costa Rica, Panamá, Tobago, Trinidad, Colombia, Brasil y Venezuela [2, 3, 5-11, 14, 18, 20, 23]; C. trilineatus Fox, 1946, en St. Croix, Barbado, Guatemala, Costa Rica, Venezuela [7-9, 14, 18] y C. venezuelensis Ortiz y Mirsa, 1950, citada para Brasil y Venezuela [2, 11, 18].
FIGURA A. ALA DE HEMBRA DE Culicoides SEÑALANDO LAS CELDAS Y VENAS [17] / WING OF FEMALE Culicoides INDICATING CELLS AND VEINS.
CLAVE PARA LA IDENTIFICACIÓN DE LAS ESPECIES DE CULICOIDES ASOCIADAS CON BOVINOS,REGIÓN NEOTROPICAL (En base acaracterísticas de alas de hembras) Elaborada por Dr. Gustavo Perruolo (2008)
1a. Alas grandes (más de 1,00 mm de largo) con áreas blancas nítidas (Fig.1A) .................................................................2
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FIGURA 1A FIGURA 1B
2a. Vena r-m pigmentada (Fig 2A).............................................................................................................................................3
2b. Vena r-m no pigmentada (Fig. 2B) ......................................................................................................................................6
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3a. Prolongación vena r3 pigmentada (Fig. 3A) ........................................................................................................................4
3b. Prolongación vena r3 no pigmentada (Fig. 3B) ..................................................................................................C. guttatus
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FIGURA 3A FIGURA 3B
4a. Vena r3 con la curvatura no pigmentada (Fig. 4A)..............................................................................................................5
4b. Vena r3 con pequeña pigmentación en curvatura (Fig. 4B)......................................................................................C. foxi
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FIGURA 4A FIGURA 4B
5a. Celda r3 con una mácula blanca distal (Fig 5A)..................................................................................................C. insignis
5b. Celda r3 con dos máculas blancas distal (Fig 5B)...........................................................................................C. fernandoi
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FIGURA 5A FIGURA 5B
6a. Segunda celda radial en mácula blanca (Fig 6A)................................................................................................................7
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FIGURA 6A FIGURA 6B
7a. Celda anal con una mancha clara (Fig.7A) ..................................................................................................C. neopulicaris
7b. Celda anal con dos manchas claras (Fig. 7B).....................................................................................................................8
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8a. Celda m1 con área clara en borde del ala (Fig.8A)..............................................................................................................9
8b. Celda m1 sin área clara en borde del ala (Fig. 8B) ........................................................................................C. flavivenula
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FIGURA 8A FIGURA 8B
9a. Mancha clara sobre bifurcación vena CuA pequeña (Fig.9A) ............................................................................C. filarifer
9b. Mancha clara sobre bifurcación vena CuA grande (Fig. 9B) ........................................................................C. diabolicus
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FIGURA 9A FIGURA 9B
10a. Celda r3 con dos áreas claras (Fig. 10A) .........................................................................................................................11
10b. Celda r3 con mas de dos áreas claras (Fig. 10B)............................................................................................................17
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FIGURA 10A FIGURA 10B
11a. Celda m1 con una mácula blanca (Fig. 11A)..................................................................................................C. trilineatus
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FIGURA 11A FIGURA 11B
12a. Vena M2 abrazada por área clara (Fig. 12A) ....................................................................................................................13
12b. Vena M2 no abrazada por área clara (Fig. 12B)...............................................................................................................14
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13a. Áreas claras dístales celdas m1 y m2 grandes (Fig.13A) ..........................................................................C. panamensis
13b. Áreas claras dístales celdas m1 y m2 pequeñas (Fig.13B)........................................................................C. jamaicensis
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FIGURA 13A FIGURA 13B
14a. Celda anal con una mancha blanca (Fig.14A).................................................................................................................15
14b. Celda anal con dos manchas blancas (Fig.14B)....................................................................................................C. limai
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FIGURA 14A FIGURA 14B
15a. Área clara celda anal entera (Fig.15A) .............................................................................................................C. hoffmani
15b. Área clara celda anal dividida (Fig.15B) ..........................................................................................................................16
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FIGURA 15A FIGURA 15B
16a. Alas con macrotriquias abundantes (Fig.16A)........................................................................................C. crepuscularis
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FIGURA 16A FIGURA 16B
17a. Celda r3 con tres áreas claras (Fig.17A) ..........................................................................................................................18
17b. Celda r3 con más de tres áreas claras (Fig.17B)....................................................................................C. venezuelensis
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18a. Celda m1 con dos áreas claras (Fig. 18A)..........................................................................................................................9
18b. Celda m1 con tres áreas claras (Fig.18B)............................................................................................................C. arubae
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FIGURA 18A FIGURA 18B
19a. Venas CuA1 y CuA2 bordeada con mancha blanca (Fig.19A) ........................................................................................20
19b. Venas CuA1 y CuA2 no bordeada con mancha blanca (Fig.19B) ..................................................................................21
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FIGURA 19A FIGURA 19B
20a. Área clara distal celda r3 pegada al borde del ala (Fig.20A) ..............................................................................C. iriartei
20b. Área clara distal celda r3 retirada del borde del ala (Fig.20B)....................................................................C. borinqueni
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FIGURA 20A FIGURA 20B
21a. Celda anal con una mancha blanca (Fig.21A).................................................................................................................22
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FIGURA 21A FIGURA 21B
22a. Área clara distal en celda m2 llega borde del ala (Fig.22A) ........................................................................C. debilpalpis
22b. Área clara distal en celda m2 no llega borde del ala (Fig.22B)................................................................C. phebotomus
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23a. Mácula blanca distal en celda r3 sin escotadura (Fig.23A) ................................................................................C. furens
23b. Mácula blanca distal en celda r3 con escotadura (Fig.23B) ..........................................................................C. leopoldoi
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FIGURA 23A FIGURA 23B
De las especies citadas para Venezuela, colectadas en zonas ganaderas son: C. arubae en Maracaibo, La Cañada (Zulia) y Mene Mauroa (Falcón) [18]; C. debipalpis en La Victoria (Aragua) [18], Mene Mauroa (Falcón) [18] y Orope (Táchira); C. flavivenulus en Morotuto (Táchira), y Delta Amacuro; C. foxi Caripito (Monagas) [18].
C. furens Cabimas (Zulia) [18] e Higuerote (Miranda) [18]; C. guttatus en Guasdualito (Apure) y El Cantón (Barinas); Culicoides insignis el de mayor distribución geográfica y más abundante en las colectas, se consiguen en El Piñal, Morotuto, Orope (Táchira) [17]; El Cantón y Santa Bárbara (Barinas) [17]; Perijá, El Guayabo, Machiques, La Cañada, Villa del Rosario, Santa Bárbara (Zulia) [17]; Calabozo y Valle de la Pascua (Guárico) [18], Tucupita (Delta Amacuro) [17]; Puerto Ayacucho (Amazonas) [17]; Mene Mauroa (Falcón) [18]; C. iriartei La Salina (Zulia) [18]; C. leopoldoi colectado en Ocumare del Tuy (Miranda) [18], Duaca (Lara) [18], Orope y Morotuto (Táchira) y El Guayabo (Zulia); C. phebotomus Puerto Cabello (Carabobo) [18] e Higuerote (Miranda) [18]; Culicoides. pusillus es la segunda especie más importante por su distribución y abundancia El Piñal, Morotuto, Orope (Táchira); El Cantón y Santa Bárbara (Barinas); Perija, El Guayabo, Machiques, La Cañada, Villa del Rosario, Santa Bárbara (Zulia); Calabozo y Valle de la Pascua (Guárico) [18], Tucupita (Delta Amacuro); Puerto Ayacucho (Amazonas); Mene Mauroa (Falcón) [18]; C. trilineatus La Salina (Zulia) [18] y C. venezuelensis La Salina (Zulia) [18] y Queniquea, Rubio (Táchira).
]]> CONCLUSIONES
La utilización de esta clave ayudará a la identificación de estos vectores y en la actualización de su distribución geográfica en posibles focos del virus de la Lengua Azul en la región Neotropical.
La clave simplifica la identificación especifica de las especies neotropicales del género Culicoides, que son atraídas por el ganado bovino y por lo tanto, se pueden considerar potenciales vectores de enfermedades.
Con la información taxonómica de estos vectores se podrá tener herramientas seguras para diseñar campañas de erradicación o control de esta enfermedad
Esta clave será de gran utilidad para conocer la fluctuación estacional poblacional de todas las especies de Culicoides, con el fin de identificar zonas de riesgo y épocas libres de los mismos.
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